original text: http://www.erowid.org/archive/rhodium/pdf/psilocybin.biosynthesis-2.pdf

Biosynteza psilocybiny została przeprowadzona poprzez dostarczenie oznakowanych prekursorów do Psilocybe cubensis. Zsyntetyzowano następujące, specjalnie oznakowane związki: psilocyna-³H, 4-hydroksytryptamina-¹⁴C, N,N-dimetylotryptamina-¹⁴C oraz -¹⁴C-³H, N-metylotryptamina-¹⁴C-³H oraz DL-tryptofan-³H. Kilka indoli wyznakowano przez katalizowaną kwasem wymianę w wodzie trytowej. Dane doświadczalne sugerują sekwencję: tryptofan → tryptamina → N-metylotryptamina → N,N-dimetylotryptamina → psilocyna → psilocybina. Grzyb może również przekształcić 4-hydroksytryptaminę w psilocybinę na szlaku alternatywnym. Zaobserwowano duże różnice w stopniu absorpcji różnych blisko spokrewnionych prekursorów.

Grzyby zawierające związki halucynogenne psilocybinę (XVI) oraz psilocynę (IV) długi czas stosowane były jako środki odurzające przez mieszkańców Meksyku. Związki te są blisko spokrewnione z pochodnymi indolu 4-hydroksylowanego i występują głównie u członków rodzaju Psilocybe. Produkcja psilocybiny gatunku Psilocybe w zanurzonej kulturze została skutecznie przeprowadzona przez Catalfomo i Tyler Jr.² a ostatnio również przez Leung et al.³

Brack et al.⁴ odkrył w nieruchomych kulturach Psilocybe semperviva, że psilocybina była biosyntetyzowana z tryptofanu. W naszym poprzednim badaniu⁵ odkryliśmy, że zanurzone kultury Psilocybe cubensis również tryptaminę efektywnie zmieniały w psilocybinę.

Obecne badanie zostało przeprowadzone w celu wyjaśnienia kolejności wydarzeń prowadzących od tryptofanu do psilocybiny. Kolejność ta obejmie następujące modyfikacje tryptofanu w sprecyzowanej lub alternatywnej kolejności: dekarboksylacja, N-metylacja, 4-hydroksylacja, oraz O-fosforylacja (Rys. 3).

Aby objaśnić ten szlak zastosowaliśmy dwie metody. W obecnym badaniu zbadaliśmy włączenie do psilocybiny oznakowanych, pośrednich produktów hipotetycznych. Kolejna praca⁶ dotyczy badania przetworzenia tryptofanu do psilocybiny oraz wyizolowania "oczywistych produktów pośrednich" w tym procesie.

Temperatury topnienia (temp. topn.) zostały określone przy pomocy elektrycznie podgrzewanego metalowego bloku wykorzystującego skalibrowane termometry Anshutz. Widmo podczerwone syntetyzowanych, oznakowanych związków było rejestrowane spektrofotometrem Perkin-Elmer 237 i w miarę możliwości porównywane z odnośnikami.

Cyjanek sodu-¹⁴C, L-tryptofan-G-³H, DL-tryptofan-1'-¹⁴C, oraz jodek metylu-¹⁴C zostały zamówione w Radiochemical Center, Amersham, a LiAlH₄-³H i tryptaminy-2'-¹⁴C wodorobursztynian w New England Nuclear Corporation, Boston. Czystość dostępnych na rynku i syntetyzowanych związków oznakowanych była sprawdzona chromatografią cienkowarstwową i bibułową wykonaną skanerem chromatograficznym.⁷ Gdy było to konieczne, oznakowane produkty pośrednie oraz produkty końcowe były oczyszczane przez bibułę preparacyjną⁵ lub chromatografię kolumnową⁶. Materiały referencyjne otrzymano od Calbiochem, Los Angeles; Sandoz AG, Basel; oraz Koch-Light, Colnbrook.

4-benzyloksy-3-(N,N-dimetylokarbamoilometylo)indol (II) (ang.-dimethylcarbamoylmethyl) został przygotowany z kwasu 4-benzyloksyindolylo-(3)-octowego (I) poprzez chlorek kwasu.⁸ Uzysk 64%; temp. topn. 180-181°. Odnotowana⁸ temp. topn. 175-178°.

4-benzyloksy-3-(2-dimetyloaminoetylo)indol-2'-³H (III).
0,7g II (2,28 mM) w 20 ml suchego tetrahydrofuranu powoli dodano do 0,35g (9,24 milimola) trytowego LiAlH₄ (2,5 mC) w 20 ml tetrahydrofuranu. Po jednej godzinie w 40° dodano 5 ml wody i mieszanka była przez 20 minut mieszana. Dodano 15 ml 20% NaOH i mętny roztwór wyekstrahowano eterem. Po wysuszeniu nad Na₂SO₄ i wyparowaniu rozpuszczalnika osad skrystalizował. Uzysk 0,55g (84%); temp. topn. 120-121°. Odnotowana⁸ temp. topn. 120-121°.

Psilocyna-2'-³H (IV) = 3-(2-metyloaminoetylo)-4-hydroksyindol-³H.
0,5g III (1,9 milimola) w 25 ml metanolu poddano debenzylacji przez 4 godziny z H₂ i 0,3g 5% Pd na Al₂O₃ w aparaturze do hydrogenacji firmy Parr. Po filtracji ziemią okrzemkową, rozpuszczalnik odparowano uzyskując 0,21g (54%) niebieskich kryształków, temp. topn. 169-170°. Rekrystalizacja z metanolu nie zmieniła temperatury topnienia. Odnotowana⁸ temp. topn. 168-170° i¹ 173-176°. Aktywność specyficzna 261μC/mM.

4-benzyloksygramina⁹ była kwaternizowana dimetylosiarczanem do 4-benzyloksygraminy metosiarczanu (V) zgodnie z Schöpf i Thesing.¹⁰ Uzysk 90%; temp. topn. 144-145°. Odnotowana temp. topn. 143-144°.

4-benzyloksyindolylo-(3)-acetonitryl-2'-¹⁴C (VI).
2,7g V (6,65 milimola) i 0,22g Na¹⁴CN (0,4 mC; 4,43 milimola) rozpuszczono w 25 ml wody w ampułce, którą uszczelniono i podgrzewano przez jedną godzinę w łaźni parowej. Nitryl oddzielił się jako olej. Ampułka została schłodzona, a mieszanka wyekstrahowana chloroformem. Ekstrakt wysuszono nad Na₂SO₄ i odparowano rozpuszczalnik otrzymując 0,9 (53%) jasno żółtego oleju, który bez oczyszczania zastosowano w następnym kroku. IR: 2250 cm^-1 (C≡N) (IR - współczynnik absorpcji ang. Ingestion Rate).

4-benzyloksytryptamina-2'-¹⁴C.
0,9g VI zredukowano przy pomocy 0,3g LiAlH₄ jak opisano przy II. Uzysk 0,51g (57%), olej, który nie krystalizował. Szczawian wodoru: temp. topn. 114-116°. Odnotowana temp. topn. 117-120°.

4-hydroksytryptamina-2'-¹⁴C (VII).
Poprzedni związek poddano debenzylacji jak opisano przy III otrzymując 84% oleju, który nie krystalizował. Szczawian temp. topn. 261-264°. Odnotowana temp. topn. 269-270°. Aktywność specyficzna 87μC/mM jako baza.

wersja 1600x1300px
Rys. 1. Synteza ¹⁴C oraz oznakowanych prekursorów ³H

3-indoloacetonitryl-2'-¹⁴C przygotowano z 4,5g (15 mM) metosiarczanu graminy¹⁰ i 0,5g Na¹⁴CN (0,25 mC; 10mM) w 25 ml wody jak opisano dla VI. Uzysk 1,2g (77%) oleju, który w następnym kroku został zastosowany bez oczyszczania. IR: 2250 cm^-1 (C≡N).

Kwas 3-indolooctowy-2'-¹⁴C przygotowano z nitrylu poprzez hydrolizę alkaliczną.¹² Uzysk 70%; temp. topn. 162-165° (dekomp.), odnotowana ¹¹ temp. topn. 165-166° (dekomp.).

3-(N,N-dimetylokarbamoilometylo)indol-2'-¹⁴C przygotowano z kwasu indolooctowego-2'-¹⁴C metodą stosowaną dla II otrzymując olej (uzysk 87%), który w następnym kroku został zastosowany bez oczyszczania.

N,N-dimetylotryptamina-¹⁴2'-C = 3-(2-dimetyloaminoetylo)indol-¹⁴C.
0,25g aminy zredukowano 0,2g LiAlH₄ jak opisano dla II. Uzysk 0,147g (62%) bazy w postaci jasno żółtego oleju. Po rekrystalizacji z etanolu i eteru jej wodorochlorek topniał w temperaturze 159-163°. Odnotowana ¹³ temp. topn. 166-167,5°. Aktywność specyficzna 75 μC/mM.

3-(N-benzylo-N-metylokarbamoilometylu)indol (IX) przygotowano z (1,6 mC) indol-³H kwasu 3-indolooctowego (VIII) oraz N-benzylometyloaminy jak opisano dla II. Uzysk 71%; temp. topn. 149-150°.

1,0g IX zredukowano, jak opisano przy II z LiAlH₄ w tetrahydrofuranie by uzyskać (88%; 0,97mC) N-benzylo-N-metylotryptaminy-³H (X).

0,80g X rozpuszczonego w 15 ml etylooktanu kwaternizowano 0,5g jodkiem metylu (0,1 mc) w ampułce w temperaturze 100° przez jedną godzinę.⁸ Krystaliczny osad przemyto etylooktanem a następnie rozpuszczono w 50 ml 50% wodnego metanolu. Roztwór ten potraktowano świeżo przygotowanym AgCl⁸ by przekształcić jodek w chlorek (XI).

Roztwór XI w 25 ml suchego metanolu poddano debenzylacji jak opisano przy III. Po chromatografii kolumnowej otrzymano 0,31 g czystej, podwójnie znakowanej N,N-dimetylotryptaminy (XII) o aktywności specyficznej: ³H 320 μC/mM; ¹⁴C 11,2 μC/mM. temp. topn. 43-45°; odnotowana¹⁷ temp. topn. 48-49°.

Tryptamina-1'-¹⁴C(XIII) 0,21g (0,02 mC; 1,3 mM) poddana formylacji z 0,18 ml kwasu mrówkowego w 0,41 ml bezwodnika octowego zgodnie ze Stauffer.¹⁴ N-formylotryptamina (XIV) była przez 12h redukowana przy pomocy 0,4g LiAlH₄ w refluksującym tetrahydrofuranie by uzyskać 0,10g (44%) N-metylotryptaminy-1'-¹⁴C (XV). Aktywność specyficzna 8,0 μC/mM.

N-formylotryptamina (0,24g) podobnie zredukowano LiAlH₄-³H (0,10g; 0,5mC) do N-metylotryptamino-N-metylu-³H. Uzysk 0,10g (47%). Aktywność specyficzna 66,0 μC/mM.

N-metylotryptamino-(1'-¹⁴C-N-metyl-³H) = 3-(2-metyloaminoetylo)-indol-¹⁴C-³H (XV) otrzymano przez zmieszanie oznakowanego ¹⁴C ze związkiem oznakowanych ³H.

DL-tryptofan-2'-³H. Gramina 1,74g (10 mM), 2,6g (12 mM) acetamidomalonianu etylu oraz 0,20g sproszkowanego NaOH w 30ml suchego toulenu¹⁵ przepłukiwano 14h pod N₂. Gorący roztwór przefiltrowano i po całonocnym odstaniu osadziło się 2,52g (73%) α-acetamido-α-karboetoksy-β-(3-indolo)-propionianu etylu. Związek ten (2,0g) został zmydlony i zdekarboksylowany w wodzie trytowej (25 mC) do DL-tryptofanu(alaniny-2'-³H), które wykrystalizowało w wodnym etanolu. Uzysk 0,23g (19%); temp. topn. 279-281°. Odnotowana¹⁶ temp. topn. 281-285°. Aktywność specyficzna 293 μC/mM.

Związki powszechnie znakowane trytem. 0,1g aromatycznego związku do trytowania rozpuszczono w 0,5-1 ml wody trytowej (200-500 mC/ml) w ampułce, a mieszankę nasycono gazem HCl. Uszczelnioną ampułkę przez godzinę traktowano łaźnią parową. Odparowany osad wielokrotnie rozpuszczono w metanolu by wymienić niestałe wodory. Kwas katalizujący procedurę wymiany, wymieni w przeważającej mierze wodory rdzeni indolowych.¹⁶ Surowy produkt trytowania oczyszczano bibułą preparacyjną⁵ lub chromatografią kolumnową⁶. Oczyszczone aminy zostały rozpuszczone w rozcieńczonym kwasie w ilości 2-5 krotności objętości dostarczonego materiału. Po dodaniu zasady, aminy zostały ekstrahowane benzenem i skrystalizowane jako baza lub chlorowodorek.

4-benzyloksytryptofan trytowano w około 1 N roztworu HCl by zminimalizować zniszczenie i odbenzylowano jak opisano przy III. Oczyszczono w systemie BAW.⁵ Trytowanie kwasu 3-indolooctowego (0,16g w 1,5 ml 50% wodnego metanolu; 140 mC) dało szczególnie czysty i wysoce wyznakowany związek.

Działania specjalne: Tryptamina-³H: 43,5 μC/mM; N-metylotryptamina-³H: 810 μC/mM; N-N-dimetylotryptamina-³H: 161 μC/mM, DL-4-hydroxytryptofan-³H: 96,1 μC/mM; kwas 3-indolooctowy: 1,8 mC/mM.

Stan kultury itd. Metoda zanurzeniowej biosyntezy psilocybiny przez Psilocybe cubensis, wprowadzenie prekursorów oraz izolacja, oczyszczanie i rekrystalizacja psilocybiny jak i różne procedury oznaczania opisano wcześniej.⁵

Psilocybina została wyizolowana jak opisano⁵ poprzez ekstrakcję metanolową, technikę wymiany jonowej i ostatecznie chromatografię bibułową. W celu sprawdzenia przyłączenia znacznika z prekursora do otrzymanej psilocybiny zastosowano następujące kryteria⁵: poprzez TLC (w MAW), chromatografię bibułową (w IAW i BAW), oraz elektroforezę poprzedzoną skanowaniem wykazano, że radioaktywność była mocno powiązana z wyizolowaną psilocybiną i w końcu, po dodaniu psilocybiny nosiciela (7-10 mg), psilocybina skrystalizowała z gorącego metanolu do stałej aktywności specyficznej.

By zminimalizować indywidualne różnice w stopniu inkorporacji między różnymi kulturami, przeprowadzono wiele eksperymentów (Tabela 1), w których do tej samej kultury wprowadzono dwa różne prekursory, jeden oznakowany ³H, a drugi ¹⁴C.

Metody chromatografii. Systemy chromatografii zostały opisane wcześniej.⁵ Chromatografia bibułowa na bibule Whatman 3MM z takimi zestawami rozpuszczalników; BAW: butanol/kwas octowy/woda (4:1:5); IAW: izopropanol stężony/NH₄OH/woda (8:1:1). TLC na żelu krzemionkowym G w systemie MAW: metanol/kwas octowy/woda (75:10:15). 4-hydroksytryptamina, której nie obejmowała wcześniejsza praca⁵ posiadała następujące wartości R_F: w systemie BAW: 0,85; w systemie MAW: 0,75; i posiadała podobną mobilność co psilocyna w systemie elektroforetycznym. Psilocybina z kultur skarmionych 4-hydroksytryptofanem-³H została wyizolowana po wcześniejszym oczyszczeniu w systemie IAW a następnie w BAW.⁵

Absorpcja prekursorów z medium. Do każdej z dwóch kultur wprowadzono około 1,0 mg oznakowanego prekursora. W czasie zero, a później w różnych odstępach czasowych (Rys. 2) próbki były podejmowane aseptycznie i określana była radioaktywność w 500 μl podłoża. W celu określenia procentowości radioaktywności obecnej wciąż w postaci pierwotnie wprowadzonego związku, nieco podłoża, jeśli konieczne po zagęszczeniu przez liofilizację, rozseparowywano w systemie MAW (Eastman chromatogram sheet) lub BAW. Pasma chromatogramu zliczano w detektorze cieczowym.

Oznakowane prekursory. Psilocybina-³H, 4-hydroksytryptamina-¹⁴C, N,N-dimetylotryptamina-¹⁴C oraz -¹⁴C-³H, N-metylotryptamina-¹⁴C-³H, i DL-tryptofan-³H zostały zsyntetyzowane poprzez odpowiednie modyfikacje znanych procedur ^8,9,12,14-16 jak zilustrowano na Rys.1, co dało odpowiednio, pojedynczo lub podwójnie, dokładnie oznakowane związki. N-metylotryptaminy-N-metyl-³H został korzystnie przygotowany z tryptaminy poprzez formylacje i redukcję N-formylotryptaminy z trytowym LiAlH₄. Pierścieniowo trytowane N,N-dimetylotryptaminy-³H, N-metylotryptaminy-³H, tryptaminy-³H, DL-4-hydroksytryptofan-³H (jako związki benzyloksy), oraz kwas 3-indolooctowy-³H zostały pozyskane poprzez katalizowaną kwasem wymianę w wodzie trytowej.

Biosynteza psilocybiny. Niektóre alkaloidy (cf. Ref. 22) mają pierścień indolowy hydroksylowany na pozycji 4 (np. venenatin, psilocyna), na pozycji 5 (np. ibogaina, eseryna), na pozycji 6 (np. rezerpina, windolina), na pozycji 7 (np. aspidospermina, vallesine (ang.) lub na więcej niż jednej pozycji. Kilka alkaloidów indolowych wykazywało pochodzenie od tryptofanu.²³ Jednakże, wciąż nie wiemy czy grupa hydroksylowa wprowadzana jest do tryptofanu, czy hydroksylacja pierścienia indolowego następuje w trochę późniejszym czasie w wyniku konwersji wtórnych uformowanego szkieletu alkaloidu.

Psilocybina powstaje z tryptofanu^4,5 lecz nie wiadomo w jakiej dokładnie kolejności, jeśli w ogóle, następują konieczne reakcje przemiany (dekarboksylacja, N-metylacja, 4-hydroksylacja, oraz O-fosforylacja). W biosyntezie psilocyny można by się dopatrzyć analogii do biologicznego powstawania serotoniny i graminy. Ten drugi związek powstaje z tryptofanu w wyniku dealkalizacji do 3-aminometyloindolu poprzedzającego stopniową N-metylację.^19,20 Serotonina biosyntetyzowana jest, jak wykazały liczne badania, z tryptofanu via 5-hydroksytryptofan,²¹ tak więc początkowo przez hydroksylację tryptofanu poprzedzającą dekarboksylację.

Jednakże wyniki w Tabeli 1 ukazują, że 4-hydroksytryptofan, którego dotychczas nie napotkano w naturze, w przeciwieństwie do tryptofanu, nie pełni funkcji prekursora psilocybiny. Tryptamina, która jest łatwo wytwarzana z tryptofanu przez P.cubensis⁵, lepiej służy jako prekursor psilocybiny niż tryptofan. Jeśli tryptamina metylowana jest do N-metylotryptaminy, to jest to nawet lepszy prekursor znakowanej psilocybiny ukazując, że ponad połowa psilocybiny wywodzi się od wprowadzonych prekursorów znakowanych (Expts. Nos. 38, 42). Analogiczna pochodna dimetylu N,N-dimetylotryptamina może być uważana za kiepski prekursor, sądząc po procentach przyłączania. Są one zdecydowanie niższe niż dla np. tryptofanu i z pewnością nie są zgodne z N,N-dimetylotryptaminą będącą biogenetycznie bliżej psilocybiny niż tryptofan.

Niemniej jednak, uwzględniając inne czynniki, niska procentowość włączalności N,N-dimetylotryptaminy nie czyni jej mało prawdopodobnym produktem pośrednim. Jeśli porównane zostaną "czynniki osłabienia" dla tego składnika i dla psilocyny (Expts. Nos. 21,27), widoczne staje się, że psilocyna jest około dziesięć razy efektywniej włączana w psilocybinę. Ta duża różnica naprowadziła nas na zbadanie absorpcji różnych prekursorów z podłoża kultury przez grzyba, z tymi uderzającymi różnicami przedstawionymi na Rys. 2. W czasie, w którym podano związki oznakowane, 12-15% objętości kultury była zajęta przez komórki. Oznacza to, że N,N-dimetylotryptamina (Rys. 2) tak naprawdę do pewnego stopnia powstrzymywana jest przed wnikaniem do komórek, gdyż w tym i dwóch innych eksperymentach w którymś momencie z płynnego podłoża znikło nie więcej niż 7% tego oznakowanego materiału, zazwyczaj dużo mniej. Ta kiepska absorpcja prekursora została potwierdzona niską aktywnością obecną w metanolowym wyciągu grzyba.

Jak wykazała TLC, pozostająca w podłożu aktywność zastosowanych indoli nie hydroksylowanych, nadal głównie (nie miej niż 74%) jako składniki pierwotnie podane po 44h. Współczynnik pH podłoża był, jak można się było spodziewać, decydujący dla trwałości indoli 4-hydroksylowanych. Współczynnik pH podłoża kultury wynosił na początku 5,2 a następnie nieco opadł do 4,8-5,0 między czwartym i dziesiątym dniem, po czym powoli się zwiększył. Oznacza to, jakkolwiek, że indole 4-hydroksylowane, podczas eksperymentu miały sensowną stabilność. Tak więc w podłożu o pH 5,2 psilocyna po 44h pozostała niezmieniona w 63%, lecz szybko została zniszczona przy pH powyżej 7.

Rys. 2. Absorpcja prekursorów z podłoża przez P.cubensis. Procent pozostałej w podłożu wprowadzonej radioaktywności.

Krzywe na Rys. 2 pokazują, jak oczekiwano, że absorpcja jest najgwałtowniejsza na początku, osiągając maksimum po 24h poprzedzających powolne (mniej niż 10%) uwalnianie radioaktywności z powrotem do podłoża przez następne 96h. Jeśli do przybliżonego oszacowania klarowności prekursorów z medium wykorzystamy punkty z początkowych części krzywych, otrzymywane są następujące przybliżone okresy półtrwania dla: psilocyny = 2h, tryptaminy = 8h, tryptofanu = 16h, a N,N-dimetylotryptaminy ponad 40h.

Powyższe dane mogą sugerować następującą sekwencję formowania psilocybiny (Rys. 3):

tryptofan → tryptamina → N-metylotryptamina → N,N-dimetylotryptamina → psilocyna → psilocybina.

Doświadczenia z podwójnie znakowaną N-metylotryptaminą i N,N-dimetylotryptaminą trwają by upewnić się, że związki te zostały przekształcone in toto w psilocybinę bez wcześniejszej demetylacji.²⁴

Rys. 3. Możliwy szlak biosyntezy psilocybiny, jak pokazały obecne badania.

Dane w Tabeli 1 wskazują również, że grzyb może wykorzystywać kolejny szlak do psilocybiny gdyż także 4-hydroksytryptamina jest dobrze włączana do psilocybiny. Wtedy grupa hydroksylowa pojawia się już na poziomie tryptaminy tak więc przed etapami N-metylacji. Można zauważyć, że u zwierząt 4-hydroksytryptamina jest najwidoczniej metabolitem 4-hydroksytryptofanu.²¹. Gdy 4-hydroksytryptamina została wprowadzona do kultury, prowadziło to okazjonalnie do powstawania również małych ilości jednego lub dwóch "psilocybinopodobnych" związków, które prawdopodobnie były estrami fosforowymi 4-hydroksytryptaminy i jej N-metylo pochodnej, niedawno wyizolowanej baeocystyny.²⁵

Wygląda więc na to, że Psilocybe cubensis wykorzystuje dwa szlaki psilocybinowe. Dalsze badania z N-metylo-4-hydroksytryptaminą-¹⁴C-³H i podwójnie oznakowanych tryptamin jak i doświadczenia na "widocznych mediatorów" które są obecnie w toku⁶ wymagane są by ukazać czy grzyb normalnie stosuje więcej niż jeden szlak od tryptofanu do psilocybiny. Dotychczas jedynie tryptamina i psilocyna zostały wyizolowane z grzyba jako "widoczni mediatorzy" tego procesu.

Podziękowania. Badanie to zostało wsparte przez Swedish Natural Science Research Council. Jesteśmy wdzięczni za pomoc techniczną Panny B. Jerkeman. Psilocybinę uprzejmie dostarczył Dr. A. Hofmann, Sandoz AG.

1. Hofmann, A., Heim, R., Brack, A., Kobel, H., Frey, A., Ott, H. Petrzilka, T. and Troxler, F. Helv. Chim. Acta 42 (1959) 1557.
2. Catalfomo, P. and Tyler, Jr., V. E. Loydia 27 (1964) 53.
3. Leung, A.Y., Smith, A.H. and Paul, A.G.J. Pharm. Sci. 54 (1965) 1576.
4. Brack, A., Hofmann, A., Kalberer, F., Kobel, H. and Rutschmann, J. J. Arch. Pharm. 294 (1961) 230.
5. Agurell, S., Blomkvist, S. and Catalfomo, P. Acta Pharm. Suecica 3 (1966) 37.
6. Agurell, S. and Nilsson, L. Acta Chem. Scand. To be published.
7. Agurell, S. Acta Pharm. Suecica 3 (1966) 11.
8. Kalberer, F., Kreis, W. and Rutschmann, J. Biochem. Pharmacol. 11 (1962) 261.
9. Stoll, A., Troxler, F., Feyer, J. and Hofmann, A. Helv. Chim. Acta 38 (1955) 1452.
10. Schöpf, C. and Thesing, J. Angew. Chem. 63 (1951) 377.
11. Floss, H. G. and Mothes, U.Z. Naturforsch. 18b (1963) 866.
12. Thesing, J. and Shülde, F. Chem. Ber. 85 (1952) 324.
13. Vitali, T. and Messini, F. Boll. Sci. Fac. Chim. Ind. Bologna 17 (1959) 84.
14. Stauffer, R. Helv. Chim. Acta 49 (1966) 1199.
15. Howe, E. E., Zambito, A. J., Snyder, K. R.and Tishler, M. J. Am. Chem. Soc. 67 (1945) 38.
16. Barton, D. H. R., Kirby, G. W., Prager, R. H. and Wilson, E. M. J. Chem. Soc. 1965 3990.
17. Budendorf, K. and Walk, A. Arch. Pharm. 294 (1961) 484.
18. Snyder, H. R. and Smith, C. W. J. Am. Chem. Soc. 66 (1944) 350.
19. O'Donovan, D. and Leete, E. J. Am. Chem. Soc. 85 (1963) 461.
20. Gower, B. G. and Leete, E. J. Am. Chem. Soc. 85 (1963) 3683.
21. Harborne, J. B., (Ed.), Biochemistry of phenolic compounds, Academic, London and New York 1962, pp. 230-234.
22. Boit, H. G. Ergebnisse der Alkaloid Chemie bis 1960, Akademie-Verlag, Berlin 1961.
23. Stolle, K., Gröger, D. and Mothes, K. Chem. Ind. (London) 1965 2065.
24. Floss, H. G. and Gröger, D. Z. Naturforsch. 19b (1964) 393.
25. Leung, A. Y. and Paul, A. G. J. Pharm. Sci. 56 (1967) 146.