poradnik hodowcy magicznych grzybów psilocybinowych (pdf)
wersja pdf

zakładki

szukaj na psilosophy:  
   

Poradnik hodowcy magicznych grzybów psilocybinowych

(Psilocybin Magic Mushrooms Growers Guide)
by

O.T. Oss & O.N. Oeric

Podręcznik dla entuzjastów psilocybinowych

Rysunki według Kat
Fotografie według Irimias the Obscure


[ tłumaczenie: cjuchu ]

Spis Tresci:
Przedmowa do wydanie poprawionego
Przedsłowie - według Terence McKenna
Wprowadzenie
Krok I - Lokalizowanie i identyfikowanie grzyba: zbieranie i kiełkowanie zarodników
Krok II - hodowla zapasu zaszczepiacza
Krok III - uprawa na sterylizowanym życie
Krok IV - okrywanie i przekrywanie
Krok V - zbieranie, konserwowanie, i dozowanie
Posłowie
Tabela przeliczeniowa
Chronologia grzybów psilocybowych
Bibliografia
Słowniczek

Malowidło naskalne z Płaskowyżu Tassili, Algieria Południowa, około 3500 p.n.e.







Dedykacja
Książka ta jest z całym szacunkiem dedykowana R. Gordonowi Wassonowi
i Albertowi Hofmannowi, których badania botaniczne
i chemiczne magicznego grzyba dały światu psilocybinę.


"W końcu wiecie czym jest niepojęte, i co oznacza ekstaza."
R.G. Wasson, 1972

Przedmowa do wydanie poprawionego

Nieczęsto coś tak kruchego i uwiązanego kulturowa jak misterium religijne może powstać z popiołów bliskiego wymarcia. Nawet naturalne życie misterium religijnego kończy się wreszcie erozją przyłączenia do tajemniczej siły napędowej jakiegoś archetypu. Lecz niewiele tajemnic religijnych istnieje na tyle długo by uświadczyć tej dekadencji. Większość jest tłumiona przez dominujące ortodoksje już istniejące lub wimportowane przez podbój. Ta druga sytuacja jest trafnym opisem statusu religii grzybowej w Mezoameryce w czasie Podboju Hiszpańskiego.

W przypadku mezoamerykańskiego stosowania grzyba, starożytna religia szamanistyczna - o której prawie nic nie wiemy - stanęła w obliczu hiszpańskiego katolicyzmu, którego relatywnie zaawansowana technologia oznaczała całkowite podporządkowanie narodu, całkowity upadek starożytnej gnozy. Praktykujący kult grzybowy byli paleni jak heretycy. Obstawanie Indian przy grzybach jako "ciele bogów" musiało szczególnie wzbudzać łowców heretyków i nie dawać im chyba ani trochę spokoju gdyż rozpoczęli swój krwawy biznes. Przecież, "ciało bogów" jest stwierdzeniem jednoznacznie przewidzianym dla Chrześcijańskiej Eucharystii, choć nie jest aż tak skutecznym środkiem wizjonerskim jak prześladowany grzyb.

Stosowanie grzyba wycofało się w odległe peryferia górskie hiszpańskiego Meksyku. Sam rytuał został jednak utracony pod warstwą schrystianizowanych skojarzeń. Grzyby były nazywane "Jezus" lub "Św. Piotr" - ich stare nazwy, nazwy bogów planetarnych Majów, zapomniano.

Tak więc sprawa stanęła na wieki. W latach 1950 Wasson dokonał wstępnego odkrycia uśpionej tajemnicy, i nastąpiły ponad dwie dekady, głównie akademickiego, badania "etnomikologicznego". Książka ta, wydana po raz pierwszy w 1976, otworzyła nową fazę w odrodzeniu religii grzybowej kładąc wiedzę o uprawie w poczet informacji dostępnej publicznie. Sprzedanych zostało ponad sto tysięcy kopii tej książki, zrodziła kilka imitacji, i nadal dobrze się sprzedaje. Oznacza to, że obecnie jest na świecie wiele tysięcy hodowców grzybów. Słusznie można przypuszczać, że obecnie więcej ludzi jest aktywnie zaangażowanych w poszukiwania religijne przy użyciu psilocybiny niż kiedykolwiek przedtem w historii. Jest to całkowite odrodzenie tajemnicy religijnej i odbyło się ono w ciągu mniej niż dekady! Jakie są implikacje tego wyłonienia się pogańskiej tajemnicy w banalnym świecie nowoczesności? Jakie są jej implikacje dla tych co najbliżej tego decydującego, historycznego przestawienia, tych którzy, uprawiając i ucząc innych jak uprawiać, sprawiają, że zachodzi ta zmiana?

To jasne, że farmakologia zamierza zapewnić przyszłość coraz większym repertuarem psychoaktywnych związków chemicznych. Lecz zastanawiam się, czy to, czego trzeba, to nowe leki, czy odwaga do szamańskiego używania halucynogenów botanicznych już usankcjonowanych przez tysiąclecia ludowego stosowania. Kilka wyrobów laboratoryjnych może okazać się tak somatycznie łagodnymi jak psilocybina lub strukturalnie analogicznymi ze związkami naturalnie występującymi w ludzkim mózgu a odpowiedzialnymi za "normalną" świadomość.

Gdy ktoś właściwie hodował grzyba, staje się oczywiste, że grzyb stosuje tę samą strategię, czy kiedy spowija szalkę Petriego, czy społeczeństwo. Maleńka część odrywa się od głównego organizmu, staje się nowym centrum promienistego wzrostu, który rozszerza się aż osiągnie krytyczną granicę, wówczas on także oderwanymi cząstkami zaszczepia własnym życiem. Dzięki temu procesowi - obejmującemu normalnie zarodniki, lecz w uprawie obejmuje on propagowanie szczepów grzybni, a na kolejnym poziomie obejmuje nauczanie technik uprawy przez jedną osobę kolejnej - grzyb toruje sobie drogę w świecie.

Zakłada to analogię: Ta wiedza jak uprawiać, rozprzestrzenia się w społeczeństwie w ten sam sposób, w jaki grzybnia rozprzestrzenia się w życie w słoiku lub w grządce kompostu. Istnieje apokaliptyczne następstwo: Gdy ta technika jest wszechobecna w społeczeństwie, nastąpi "owocnikowanie", co oznacza, że nagle zostanie ujawniona prawdziwa moc i znaczenie związku ludzkości z grzybem.

Terence McKenna, sierpień 1985

Mikstecka reprezentacja doznania psychedelicznego, z Codex Vindobonensis Mexicanus 1.



Przedsłowie - według Terence McKenna

Minęło ponad dwadzieścia pięć lat od kiedy Albert Hofmann wyizolował i nazwał halucynogenną psilocybinę. Psilocybina Hofmanna została wyekstraktowana z różnych gatunków grzybów, których występowanie i rytualne zastosowanie w górach Oaxaca zostało odkryte przez Gordona i Walentynę Wasson latem 1953. Kolejne badania laboratoryjne ujawniły, że spośród wielu gatunków, które były używane w Oaxaca, tylko jeden był łatwy do uprawiania i zdolny do owocnikowania w rozmaitych warunkach sztucznych. Tym gatunkiem jest Stropharia cubensis - zrodzony z gwiazd magiczny grzyb. Książka ta jest ścieżką do tego grzyba; jak go uprawiać i jak umieścić go w swym życiu, jak błyszczące światło, którym jest. Kolejne rozdziały dadzą dokładne, niechybione instrukcje do uprawy i konserwacji magicznego grzyba. Stworzyliśmy te instrukcje jak najbardziej zrozumiałymi i bezpośrednimi; to co opisano jest tylko trochę bardziej skomplikowane niż robienie weków lub kisielu. Instrukcje te mogą być zaadaptowane do przedsięwzięcia dowolnej ilości, od kilku słoików do tysięcy.

Jednak przed tymi wszystkimi szczegółami powinno dojść do rozmowy o co właściwie w tym wszystkim chodzi. Wyobrażamy sobie, że jeśli z zapałem czytasz tę książkę to prawdopodobnie brałeś suszone grzyby lub byłeś wystawiony na działanie świeżych w Ameryce Łacińskiej, więc nie zaczynamy z czytelnikami nie zaznajomionymi z uciechami grzybowej podróży. Nasze instrukcje są połączeniem badania nad metodami uprawy innych ludzi i procedurami, które opracowaliśmy, przetestowaliśmy, i sami stwierdziliśmy ich użyteczność. Nie polecamy niczego, co nie zostało przez nas wypróbowane. Mogą istnieć inne sposoby przeprowadzenia uprawy na małą skalę w pomieszczeniu lecz albo są one wariacjami naszej metody, które są mniej bezpośrednie, albo są dla nas nieznane. Uprawa Stropharia na zewnątrz na kompoście jest możliwa w USA jeśli lokalna temperatura jest ciepła przez cały sezon wegetacyjny. Lecz uprawa na kompoście jest sztuką samą w sobie i wymaga więcej miejsca, więcej wysiłku, i więcej ujawnienia niż metoda pomieszczeniowa. Zaangażowanie w kompostowanie ton obornika nie jest konieczne dla wyprodukowania olbrzymich ilości doskonałych magicznych grzybów!

Nasza metoda jest naukowa lecz nasze opinie o Stropharia cubensis nie są. Nasze opinie w tej sprawie nie opierają się na opiniach innych, ani na niczym, co napisano w jakiejkolwiek książce, zamiast tego oparte są na doświadczeniu z pięcioma suszonymi gramami tego psilocybinowego grzyba; na tym poziomie pojawia się osobliwe zjawisko. To wyłonienie się relacji Ja-Ty między osobą biorącą psilocybinę a stanem mentalnym, który to wywołuje. Jung nazywa to "przeniesieniem" i był to potrzebny stan relacji wczesnej i prymitywnej ludzkości z jej bogami i demonami. Grzyb przemawia, a nasze opinie spoczywają na tym, co elokwentnie mówi o sobie w chłodną noc umysłu:

"Jestem stary, starszy niż sądzi twój gatunek, który sam jest pięćdziesiąt razy starszy niż twoja historia. Choć byłem na ziemi przez wieki, jestem z gwiazd. Moim domem jest planeta niczyja, gdyż wiele światów rozrzuconych po lśniącym dysku galaktyki ma warunki, które dają moim zarodnikom okazję do życia. Grzyb, którego widzisz jest częścią mojego ciała daną dla wzruszeń seksualnych i kąpieli słonecznej, moim prawdziwym ciałem jest drobna sieć włókien przerastających glebę. Sieci te mogą pokrywać całe akry i mogą mieć o wiele większą ilość połączeń niż ludzki mózg. Moja sieć grzybni jest niemal nieśmiertelna - tylko gwałtowne zatrucie planety lub eksplozja jej macierzystej gwiazdy może mnie wymazać. Dzięki sposobom niemożliwym do wyjaśnienia z powodu pewnych nieporozumień w twoim modelu rzeczywistości, wszystkie moje sieci grzybni w galaktyce znajdują się w hiperświetlnej komunikacji poprzez czas i przestrzeń. Ciało grzybni jest kruche jak pajęcza sieć lecz zbiorowy hiperumysł i pamięć jest przepastnym archiwum historycznym toku ewoluującej inteligencji w wielu światach w naszym spiralnym roju gwiezdnym. Przestrzeń, widzisz, jest olbrzymim oceanem dla tych wytrzymałych form życia, które są w stanie rozmnażać się z zarodników, ponieważ zarodniki są pokryte najtwardszą znaną substancją organiczną. Wiele form życia wytwarzających zarodniki, przez eony czasu i przestrzeni dryfuje w letargu przez miliony lat aż do zetknięcia się z odpowiednim środowiskiem. Kilka takich gatunków jest myślących, tylko ja i moi niedawno wyewoluowani bliscy krewni osiągnęliśmy tryb hiperkomunikacji i pojemność pamięci, która czyni nas czołowymi reprezentantami w społeczności galaktycznej inteligencji. Jak działa ten tryb hiperkomunikacji to tajemnica, która nie zostanie tak łatwo wyjawiona ludziom. Lecz środki powinny być oczywiste: to występowanie psilocybiny i psylocyny w szlakach biosyntetycznych mojego żywego organizmu otwiera dla mnie i moich symbiontów ekrany wizyjne do wielu światów. Ty jako indywiduum i Homo sapiens jako gatunek jesteście na skraju powstawania symbiotycznego związku z moim materiałem genetycznym, który ostatecznie zaprowadzi ludzkość i ziemię do galaktycznego nurtu głównego wyższych cywilizacji.
Jako że nie łatwo ci uznać inne odmiany inteligencji wokół ciebie, twoje najbardziej zaawansowane teorie o polityce i społeczeństwie posunęły się jedynie do pojęcia kolektywizmu. Lecz poza wspólnotowością członków gatunku w pojedynczym organizmie społecznym leżą bogatsze a nawet bardziej barokowe możliwości ewolucyjne. Jedną z nich jest symbioza. Symbioza jest związkiem wzajemnej zależności i pozytywnych korzyści dla obojga zaangażowanych w nią gatunków. Symbiotyczne relacje między mną a cywilizowanymi formami zwierząt wyższych zostały nawiązane wiele razy i w wielu miejscach na przestrzeni długich epok mojego rozwoju. Relacje te były wzajemnie użyteczne; w pamięci mej jest wiedza o statkach o napędzie hiperświetlnym i tym jak je zbudować, wymienię tę wiedzę na darmowy bilet do nowych światów wokół słońc młodszych i bardziej stabilnych niż twoje. Aby zapewnić wieczną egzystencję na długiej rzece kosmicznego czasu, raz za razem oferuję ten układ wyższym istotom a tym samym rozprzestrzeniłem się po całej galaktyce podczas długich tysiącleci. Sieć grzybni nie ma organów by poruszyć świat, nie ma rąk; lecz wyższe zwierzęta o zdolnościach manualnych mogą stać się partnerami z gwiezdną wiedzą we mnie a jeśli działają w dobrej wierze, zwrócić zarówno siebie jak i swego skromnego grzybowego nauczyciela milionom światów, których wszyscy obywatele naszego roju gwiezdnego są spadkobiercami."

Wprowadzenie

Cechą naszego stanu wydaje się to, że istoty ludzkie, w jakimkolwiek znajdują się otoczeniu środowiskowym lub egzystencjalnym, doświadczają chęci poszukiwania kontaktu z esencjonalną tajemnicą leżącą u podstaw faktu istnienia. W rzeczywistości, cała odyseja naszego gatunku, zarówno filogenetyczna jak i historyczna, może być postrzegana jako kroczenie po omacku ku jakiemuś wyczuwanemu transcendentalnemu spełnieniu. Historia ludzkiej rasy - nasza sztuka, nauka, filozofie, cywilizacje i religie - jest w dużej mierze historią tego poszukiwaniu kontaktu ze świętym, numinotycznym, i transcendującym ja. Jest to poszukiwanie przynajmniej tak stare, jak nasz gatunek; dowód wskazujący, że wczesnych ludzi posiadających świadomość religijną stwierdzono już w Środkowym Paleolicie. Dowody archeologiczne pokazują wyraźnie: istoty ludzkie były zaznajomione z koncepcją świętości na długo przed nadejściem pisma, rolnictwa, cywilizacji, lub nauki; jest to koncepcja, która przetrwała w ludzkiej wyobraźni prowadząc nas naprzód od najwcześniejszego niemowlęctwa ludzkości, towarzyszącego i prawdopodobnie poprzedzającego najwcześniejsze stosowanie narzędzi, ognia, a nawet samego języka.

Przyroda w życiu ludów przedpiśmiennych istnieje jako podstawowa forma egzystencji; człowiek jest nią otoczony, w niej zanurzony, zależy od niej samo jego przetrwanie. Poszukiwanie jedzenia i materiałów potrzebnych do życia w przyrodzie musi być dla ludzkich istot stałe i niekończące się, poszukiwanie, w którym każda roślina i zwierzę, które się spotyka przechodzi kontrolę niespokojnej ciekawości. Biorąc pod uwagę tę sytuację, nieuniknione było, że wcześniej czy później, przy poszukiwaniu pokarmu, kobiety i mężczyźni przypadkowo spożywali pewne rośliny zawierające związki wpływające na centralny układ nerwowy - i zostawali nagle przeniesieni do królestwa najgłębszego uniesienia i osobliwości. W rzeczywistości, etnomikolog R. Gordon Wasson (1958, 1961) zasugerował, że przypadkowe spożycie halucynogennej rośliny, prawdopodobnie grzyba, ustanowiło najwcześniejsze napotkanie przez istoty ludzkie numinosum, i bezpośrednio doprowadziło do utworzenia koncepcji bóstwa i nadnaturalności. Twierdzenie to nie jest pozbawione pewnego logicznego uroku: jest rzeczą zrozumiałą, że ruchliwe, błądzące oczy ludzkich istot, przeszukujące przyrodę pod kątem potencjalnych źródeł pokarmu, szybko wyselekcjonowałyby niskiego grzyba, tak dziwnego z wyglądu i tak odmiennego od reszty roślinności z jaką były zaznajomione. Biorąc pod uwagę kilka tysięcy lat na losową eksperymentację (względnie krótki czas w skali prehistorii), mogli ostatecznie odkryć i zjeść grzyby zawierające związki ośrodkowo aktywne, zaznając doświadczenia halucynogennego i połączenie z numinosum zostałoby nawiązane.

Opisany scenariusz jest oczywiście wyimaginowany. Nie znamy dokładnych okoliczności, w których ludzie stanęli po raz pierwszy w obliczu doznania psychedelicznego. Wiemy, dzięki pracy Wassona i jego kolegów z lat 1950 (patrz V. P. & R.G. Wasson, 1957, R.G. Wasson & R. Heim, 1958, & Wasson, 1957), że kult religijny skoncentrowany wokół rytualnego spożywania grzybów halucynogennych istniał na wyżynach Środkowego Meksyku przynajmniej jeszcze przed Podbojem, i bardzo prawdopodobne, że jest o wiele starszy, jego prawdziwe początki zaginęły w mrokach pradziejów. Lecz faktem pozostaje, że czy to napotkane poprzez spożycie grzyba lub jakiejś innej rośliny, czy poprzez jakiś spontanicznie wyzwolony odmienny stan świadomości, bezpośrednie doświadczenie transcendentności, miało i ma gruntowny wpływ na ludzką historię, być może nawet na ludzką ewolucję. Pęd ku transcendencji - i dynamiczne napięcie, które istnieje między popędem ku transcendencji a potrzebami przyziemnymi, które nakładają się na główny fakt biologicznego istnienia - jest w pewnym sensie tym, o co chodzi w całej historii, religii, sztuce, filozofii, odkryciach i nauce - w skrócie, w całej ludzkiej myśli i cywilizacji. Pragnienie sięgnięcia poza znane, w to co nieznane i niezgłębione jest nieodwracalnie wplecione w tkaninę ludzkiej historii. To pragnienie, które zbudowało piramidy, Stonehenge, i katedry gotyckie. To samo pragnienie przewiozło kruche statki przez dziewicze oceany ku wybrzeżom nowego świata, a w naszych czasach, to samo pragnienie doprowadziło nas do rzucenia małego pęcherzyka światła i powietrza w rozległe i ryczące otchłanie kosmosu (ten kosmiczny milimikron), który oddziela naszą Ziemię od jej księżyca. To to samo pragnienie, które budzi dreszcz wzdłuż kręgosłupa gdy patrzymy z podziwem i tęsknotą na ugwieżdżone niebo w czysty zimowy wieczór.

Dziś, stoimy na progu gwiazd. Powoli w świadomości masowej wyłania się to, że następny krok ewolucyjny tak przekształci ludzkość, że wszystko to, co było wcześniej, będzie wydawać się jedynie preludium. Stoimy na krawędzi historii, gotowi do przyspieszenia naszego ludzkiego doświadczenia w ogromną otchłań nocy, która ogarnia naszą planetę, lekcje naszej kariery historycznej wciąż odbijają się echem po korytarzach czasu. Mamy zamiar rozpocząć największą przygodę jaką kiedykolwiek znaliśmy, taką, która zmieni nasze własne koncepcje tego, co znaczy być człowiekiem; choć nie powinniśmy zapominać, że między nami, wspinającymi się na rampę statku kosmicznego, a naszym przodkiem chrupiącym grzyby wpatrzonym w swe paleolityczne ognisko jest tylko kilka sekund czasu kosmicznego.

Książka ta jest w zasadzie podręcznikiem jak to zrobić, dla tych, którzy mają zainteresowanie, czas oraz cierpliwość potrzebne do uprawy "magicznych grzybów" we własnych domach. Jest ona dla ludzi, którzy uważają, że nadal mogą być w stanie dowiedzieć się czegoś doświadczając pierwotnych wizji swych przodków, i czują to wystarczająco mocno, iż są skłonni zainwestować trochę czasu, pieniędzy i wysiłku by zrealizować tę wizję. Poprzez "magiczne grzyby" rozumie się tu grzyby, które są przedstawicielami rodzaju Psilocybe, oraz blisko związanymi z rodzajami Stropharia, Conocybe, Panaeolus, i Copelandia. Pewni przedstawiciele tych rodzajów zawierają takie związki jak psilocybina (4-fosforyloksy-N,N-dimetylotryptamina) oraz psylocyna (4-hydroksy-N,N-dimetylotryptamina) jako aktywne środki halucynogenne (Ryc. 1). Związki te zawierają podstawową strukturę indolową, charakteryzującą większość halucynogenów występujących w przyrodzie (zobacz Schultes, 1973, str. 17 ff.) wliczając różne amidy kwasu lizergowego (których półsyntetycznym reprezentantem jest LSD), N,N-dimetylotryptaminę, harminę i jej analogi, oraz ibogainę. Najbardziej znaczącym wyjątkiem od tej podstawowej struktury jest meskalina, która chemicznie jest 3,4,5-trimetoksyfenetylaminą, a zatem jest w tej samej klasie co amfetamina (α-metylofenyloetyloamina).

Ryc. 1: Wzory strukturalne psilocybiny i psylocyny.

Informacje o uprawie w tej książce odnoszą się tylko do jednego gatunku magicznego grzyba, Stropharia cubensis Earle. (Mikolog Rolf Singer ostatnio przeklasyfikował ten gatunek do rodzaju Psilocybe. Zatem w niektórych odnośnikach jest on nazywany Psilocybe cubensis Earle ex. Singer.) Prawdopodobnie dzięki odpowiednim adaptacjom, opisane tu metody mogłyby zostać z powodzeniem użyte do uprawy innego gatunku. Nasze doświadczenie pokazało jednak, że Stropharia cubensis jest najłatwiejszy w uprawie. Zainteresowani uprawą innych gatunków grzybów powinni poradzić się książki The Mushroom Cultivator według Stametsa i Chiltona, wydanej przez Agarikon Press, Olympia, Washington, 1983. Ograniczenie naszego omówienia do jednego gatunku nie jest jednak takie niefortunne jak mogłoby się wydawać, ponieważ Stropharia cubensis jest nie tylko jednym z najsilniejszych grzybów halucynogennych, lecz także jednym z najbardziej rozpowszechnionych i łatwo dostępnych. W naturze, jego siedliskiem jest krowie łajno, i może być znaleziony na pastwiskach podczas deszczowych, ciepłych części roku w regionach tak różnych, jak południowo-wschodnie USA i Kambodża, Australia oraz Kolumbia. W odróżnieniu od innych rodzajów zawierających psilocybinę, które z kilkoma wyjątkami są dość ograniczonymi endemitami, występowanie Stropharia cubensis jest ogólnoświatowe (Pollock, 1975). Ponieważ w rzeczywistości jego preferowanym siedliskiem jest krowie łajno, jego okołotropikowe występowanie zostało niewątpliwie pobudzone, jeśli nie spowodowane, światowym przemysłem bydła. Zabawne jest to, że można powiedzieć, iż Stropharia jest "chwastem" w wysokotechnologicznych hodowlach bydła. Ten intymny związek z ludźmi poprzez udomowione bydło istnieje prawdopodobnie tak długo jak długo ludzkość posiada technologię pasterską.

Procedury nakreślone w tej książce, po starannym i wytrwałym zastosowaniu, zadziałają dla Stropharia cubensis. Procedury mogą być przeprowadzone przez każdego we własnym domu, jedynie przy minimalnym wyposażeniu i niewielkim zaopatrzeniu oraz powszechnych środkach chemicznych, które nie są nawet średnio trudne do dostania. Nie jest potrzebny żaden specjalny trening z mikologii lub mikrobiologii. Trzeba tylko dokładnie i starannie przestrzegać instrukcji.

Opisana tu procedura składa się zasadniczo z czterech głównych etapów. Rozpoczyna od zarodników i krok po kroku opisuje instrukcje wyhodowania pełnowymiarowych grzybów z zarodników w ciągu sześciu tygodni. Pierwszy etap obejmuje zlokalizowanie grzyba, zebranie i wykiełkowanie zarodników, oraz izolowanie grzybni, lub pasm grzybowych, otrzymanych z zarodników. Następny krok obejmuje hodowlę grzybni na agarze, stwardniałej odżywce, w celu wykorzystania jej do zaszczepienia. W etapie trzecim, grzybnia wyhodowana na agarze jest następnie hodowana na wysterylizowanym podłożu z pełnoziarnistego żyta. W czwartym i ostatnim etapie grzybnia wyhodowana na życie jest okrywana, lub przykrywana glebą, proces, który wywołuje wytwarzanie grzybów. Książka ta szczegółowo opisuje każdy z tych kroków, i może być zastosowana w praktyce przez każdego zdolnego do przeczytania i starannego postępowania zgodnie z instrukcjami, pod warunkiem, że może dostać zarodniki lub egzemplarze Stropharia cubensis.

Krok I - Lokalizowanie i identyfikowanie grzyba: zbieranie i kiełkowanie zarodników

W Nowym Świecie, Stropharia cubensis można znaleźć we właściwych siedliskach w całych Południowych Stanach Zjednoczonych, na całym regionie Wybrzeża Meksyku, oraz we wszystkich regionach przybrzeżnych i równikowych Ameryki Południowej. W USA, był raportowany w Teksasie, Luizjanie, Alabamie, Mississippi, Arkansas, Florydzie, Tennessee, i Georgii. Jego występowanie byłoby prawdopodobnie jeszcze większe gdyby nie fakt, że jego wymagania środowiskowe ograniczają się do regionów o łagodnych temperaturach i wysokiej wilgotności.

Z powodu swego specyficznego siedliska i osobliwego wyglądu, Stropharia cubensis jest jednym z najłatwiejszych grzybów do zlokalizowania i zidentyfikowania. Jak już wspomniano, można go znaleźć rosnącego na krowich plackach na pastwiskach w czasie ciepłych pór deszczowych. Na tym samym pastwisku można także znaleźć inne grzyby rosnące na łajnie, lecz niewiele przypominają one Stropharia. Poniższy opis botaniczny Stropharia cubensis pochodzi z Mushrooms of North America według Orson K. Miller, Jr.:

Kapelusz blado żółtawy, lepki; trwały pierścień; trzon barwiący na niebiesko.
Kapelusz 1,5-8 cm szerokości, stożkowy, w kształcie dzwonu, z wiekiem wypukły, lepki, bez włosków, białawy do bladożółtego, z wiekiem jasno brązowawy, z wiekiem plami na niebieskawo. Miąższ jędrny, biały, sinieje na niebiesko. Blaszki przyrośnięte (przyczepione) do wykrojonych (wyciętych), zbliżone, szare do fioletowo szarych z wiekiem, z białymi krawędziami. Trzon 4-15 cm długości, 4-14 mm grubości, powiększa się nieco ku podstawie, suchy, bez włosków, biały barwiący na niebiesko po obtłuczeniu. Zasnówka biała, pozostawia wysoko błoniasty pierścień. Zarodniki 10-17 µ x 7-10 µ, eliptyczne do owalnych w widoku z boku, grubościenne, z dużą porą na wierzchołku, odcisk zarodników purpurowo brązowy. Cystydy (sterylne komórki) na krawędzi blaszki maczugowate z zaokrąglonymi główkami.

Miller umieszcza ten gatunek w rodzaju Psilocybe, za Singerem.

Miąższ tego grzyba wykazuje właściwości barwienia na kolor niebieskawy po obtłuczeniu lub przełamaniu. Ta reakcja barwienia na niebiesko jest najwyraźniej enzymatycznym utlenianiem psylocyny do indolowego dichinonu (Bocks, 1967) i jest dość wiarygodnym wskaźnikiem obecności psilocybiny, nie tylko w Stropharia cubensis, lecz także w innych blisko spokrewnionych rodzajach (przedstawicielach rodziny Pierścieniakowatych, Strophariaceae) (por. Benedict, et al., 1967). Inne grzyby, takie jak przedstawiciele rodzaju Gołąbek Russula, sekcja Nigricantinae oraz Borowik Boletus, przejawiają podobne niebieszczenie. Jednak w tych przypadkach niebieszczenie nie jest spowodowane obecnością substratów indolowych i grzyby te poza tym w ogóle nie przypominają Stropharia cubensis lub gatunków pokrewnych (Singer, 1958, str. 247).

Gdy zlokalizuje się egzemplarz lub egzemplarze Stropharia cubensis, i jest się usatysfakcjonowanym odnośnie ich tożsamości we wszystkich szczegółach, trzeba zebrać zarodniki do uprawy. Zarodniki można z łatwością zebrać na wiele sposobów: Weź jeden lub więcej świeżych okazów z w pełni rozwiniętymi kapeluszami; odetnij ostrym nożem trzon jak najbliżej blaszek (zobacz Ryc. 3) i umieść kapelusz blaszkami do dołu na czystym arkuszu białego papieru, i pozostaw na 24 godziny. Nie zaszkodzi przykryć kapeluszy małą miską podczas zdejmowania odcisku zarodników w celu zapobiegnięcia odwodnieniu. Gdy kapelusze zostaną wyjęte, na papierze pozostanie ciemnopurpurowy, promieniście symetryczny osad zarodników, w miejscu gdzie dotykały go blaszki. Papier powinno się następnie złożyć i zamknąć w kopercie w celu uchronienia przed dalszym zakażeniem przez zarodniki z powietrza innych gatunków grzybów niższych. Pojedynczy odcisk zarodników zawiera dziesiątki milionów zarodników, i wystarczy do wykonania setek kiełkowań zarodnikowych.

Ryc. 2 - Sterylizowanie szkiełka.Ryc. 3 - Dekapitacja.

Jako sposób na podwyższenie sterylności odcisku zarodników zasugerowano nam poniższą odmianę tej metody: Weź cztery standardowe płaskie szkiełka mikroskopowe, przetrzyj je alkoholem i wypal w płomieniu alkoholowym lub palniku butanowym (Ryc. 2). Na czystą płaską powierzchnię, w rodzaju blatu stołu przetartego Lizolem, połóż szkiełka bok przy boku i koniec przy końcu, tak by były rozmieszczone jak na Ryc. 3. Umieść świeży kapelusz dokładnie po środku szkiełek tak, by około ¼ kapelusza przykrywało każde szkiełko (Ryc. 4). Nakryj i poczekaj 24 godziny. Gdy kapelusz zostanie zdjęty, koniec każdego szkiełka będzie pokryty zarodnikami, i szkiełka mogą zostać zapieczętowane, razem lub osobno, w folię lub papier. Można spokojnie zastąpić szkiełka mikroskopowymi szklanymi szkiełkami nakrywkowymi by zmaksymalizować pakowność. Nie stosuj plastikowych szkiełek nakrywkowych, gdyż związana z nimi elektryczność statyczna utrudnia przywarcie do nich zarodników.

Po zebraniu odcisku zarodników, trzeba skiełkować trochę zarodników w celu rozpoczęcia cyklu życiowego, który zakończy się ostatecznie wytworzeniem większej ilości grzybów. Zanim przedstawimy procedury na skiełkowanie zarodników, nastąpi krótkie omówienie etapów cyklu życiowego tych wyższych grzybów; czytelnicy których nie obchodzi czytanie tej nieco technicznej części mogą pominąć następne trzy akapity.

Ryc. 4 - Robienie odcisku zarodników (zauważ rozmieszczenie szkiełek).

Wszystkie grzyby blaszkowe są przedstawicielami klasy Podstawczaków (Basidiomycete), tj., charakteryzują się wytwarzaniem zarodników na maczugowatych wypustkach zwanych podstawkami. Zarodniki powstające na podstawkach nazywane są bazydiosporami (ang. basidia=podstawka, basidiospores=bazydiospory). Większość rzucających się w oczy grzybów, które się spotyka, w rodzaju grzybów kapeluszowych, purchawek, i hub jest przedstawicielami podklasy Homopodstawczaków (HomoBasidiomycete). Przedstawiciele tej podklasy, grzyby blaszkowe umieszczone są w rzędzie Pieczarkowców (Agaricales). Cykl życiowy typowego homopodstawczaka jest zilustrowany na poniższym obrazku. Bazydiospory kiełkują by utworzyć strzępkę monokariotyczną. Strzępka jest cylindrycznym włókienkiem; zbiorcze skupisko tych strzępek stanowi masę nitkowatych włókien określanych jako grzybnia. Grzybnia stanowi główne ciało lub plechę, grzyba. Struktura trzonowa, kapeluszowa, którą nazywamy grzybem jest w rzeczywistości tylko "owocnikiem" lub strukturą reprodukcyjną wytwarzającą zarodniki, i stanowi jedynie niewielką część całkowitej masy grzyba; większość organizmu bytuje pod ziemią w postaci sieci grzybni, która sporadycznie "owocnikuje", lub wytwarza grzyby, w odpowiednich warunkach.

Bazydiospory kiełkują by utworzyć grzybnię monokariotyczną, tj., grzybnię posiadającą jedynie jedno jądro na komórkę. Grzybnia ta rozrasta się aż napotka kolejną grzybnię monokariotyczną, która wykiełkowała z kolejnego zarodnika, która jest w typie zgodnym do sparowania. Jeśli grzybnia monokariotyczna nie wejdzie w kontakt ze zgodną grzybnią monokariotyczną, ostatecznie umrze. Natomiast w sytuacjach, w których spotykają się dwie zgodne grzybnie monokariotyczne zachodzi proces zwany somatogamią, lub zlaniem komórek somatycznych dwóch grzybni, lecz zlanie jąder nie zachodzi. Rezultatem somatogamii jest ustanowienie grzybni dikariotycznej, tj., grzybni posiadającej dwa jądra, jedno z każdej grzybni monokariotycznej, w każdej z komórek (patrz poniższy rysunek). Etap grzybni dikariotycznej jest najbardziej przedłużoną częścią cyklu życiowego i jest także głównym etapem asymilacyjnym grzyba. Grzybnia dikariotyczna może rozprzestrzeniać się wegetatywnie w sposób nieokreślony bez przechodzenia przez stadium płciowe (wytwarzanie zarodników). Biorąc jednakże pod uwagę odpowiednie warunki, grzybnię dikariotyczną można nakłonić do "owocnikowania": niezróżnicowana plecha grzyba zaczyna splatać się ze sobą w wyraźny, zarodnikonośny "owocnik", w tym przypadku, w grzyb. Grzyb powiększa się i wypycha ponad grunt, przyłączając coraz więcej grzybni przy jednoczesnym rozpościeraniu dzięki wchłanianiu wody. Na pewnym etapie rozwoju grzyba, lub bazydiokarpu, na spodzie blaszek powstają maczugowate struktury, tak zwane podstawki. W tym momencie zachodzi w podstawce kariogamia lub zlanie dwóch jąder grzybni dikariotycznej (patrz strona poprzednia). Jest to jedyne stadium diploidalne, lub 2n, w cyklu życiowym grzyba, a także jest to stadium najkrótsze, gdyż mejoza, lub redukcyjny podział jądra diploidalnego (2n) na 4 jądra haploidalne (n) następuje natychmiast po kariogamii. Wynikiem mejozy jest wytworzenie czterech haploidalnych jąder w podstawce; są one następnie wypychane z podstawki i zostają otoczone przez twarde otoczki by uformować bazydiospory. Rezultatem jest podstawka dźwigająca na swej zewnętrznej powierzchni cztery bazydiospory, jak na rysunku "Cykl Życia". Bazydiospory te odczepiają się ostatecznie od podstawki by ponownie rozpocząć cykl życia.

Grzyby z rodziny Pierścieniakowatych (Strophariaceae), które obejmują Stropharia cubensis i większość pozostałych rodzajów zawierających psilocybinę, są genetycznie złożone pod względem zgodności parzenia się różnych grzybni monokariotycznych. Grzyby te są heterotaliczne oraz tetrapolarne, to jest, ich cykl płciowy zależny jest od zlania się dwóch zgodnych grzybni monokariotycznych, a ich zgodność płciowa jest regulowana dwoma zestawami czynników:

W heterotalizmie tetrapolarnym biorą udział dwa zestawy czynników, A i B. Jeśli ma się utworzyć plecha rozmnażająca się płciowo, musi nastąpić somatogamia między grzybnią, różną w obu czynnikach - na przykład AB x ab. Ilość parzących się klas jest nieco większa niż u form bipolarnych, gdyż cztery typy powstają zazwyczaj z zarodników pojedynczego bazydiokarpu. Oczywiście te parzące się typy, liczone w setkach u zarówno bipolarnych jak i tetrapolarnych gatunków, nie mogą być mianowane płciami! (Scagel, et al., 1967, str. 69.)

Mając na uwadze te informacje dotyczące płciowych cech tych grzybów, powróćmy do problemu kiełkowania zarodników; stosowność naszej dygresji nad sprawą cyklu życiowego i zgodności płciowej będzie można zobaczyć wkrótce.

Po uzyskaniu odcisku zarodników Stropharia cubensis, można łatwo otrzymać grzybnię monokariotyczną poprzez wykiełkowanie zarodników na właściwym stałym podłożu odżywki, takim jak Agar Ziemniaczano Dekstrozowy lub Agar z Ekstraktem Słodowym. Szczegółowsze omówienie różnych rodzajów agarów odżywkowych i tego jak je przygotować zostanie podane poniżej w rozdziale o Hodowli Zapasu Zaszczepiacza. Na razie jednak, załóżmy po prostu, że mamy kilka czystych, sterylnych szalek Petriego, które zostały napełnione właściwym stałym podłożem odżywki (zobacz Ryc. 5). Zarodniki najłatwiej przenieść przy pomocy czystego, sterylnego skalpela #11, ezy inokulacyjnej, lub podobnego narzędzia. Wypal ostrze skalpela w płomieniu alkoholowym, następnie sięgnij do szalki Petriego i wytnij z jej środka mały kwadracik agaru (2-3 mm2). Nadziej kwadracik na ostrze skalpela, i dotknij nim powierzchni papieru lub szkiełka na które zrzucony jest odcisk zarodników. Umieść kwadracik agaru na podłożu blisko miejsca, z którego został wycięty. Czasem wygodnie jest zaszczepić cztery kwadraty agaru na każdą szalkę, po jednym w każdej ćwiartce. Należy dołożyć starań, aby zrobić to jak najszybciej, odkrywając szalkę Petriego na jak najkrótszy czas, w celu zminimalizowania szansy na zakażenie szalki zarodnikami zakażeń roznoszonych drogą powietrzną. Można również zastosować wariant tej metody: Zamiast zdrapywać zarodniki bezpośrednio na szalkę, można je najpierw zdrapać do 10 ml wysterylizowanej wody. Potrząsnąć nią energicznie, następnie rozcieńczyć sterylną wodą do 100 ml. Przy pomocy sterylnej pipety lub strzykawki, nabrać 2-3 ml rozcieńczonego roztworu z zarodnikami, i punktowo zaszczepić szalkę umieszczając kroplę roztworu w dwóch lub trzech oddzielnych miejscach na szalce.

Ryc. 5 - Gotowy odcisk zarodników i wyposażenie do zaszczepiania.Ryc. 6 - Wypalanie ezy inokulacyjnej.

Jeśli to możliwe, inkubuj przykrytą, zaszczepioną szalkę w 30°C przez 24 do 36 godzin. Przełamie to spoczynek i zmusi zarodniki do szybszego wykiełkowania. Zarodniki wykiełkują bez tej inkubacji, lecz może to zająć do 24 dni. W tym czasie, zarodniki wykiełkują a grzybnia monokariotyczna rozrośnie się promieniście z każdego zaszczepionego punktu. Szalkę powinno się pozostawić w spokoju aż grzybnia z dwóch różnych zarodników lub dwóch różnych punktów zaszczepienia zrośnie się i zetknie. Kilka dni po zetknięciu, można mieć pewność, że nastąpiła somatogamia i że utworzyła się grzybnia dikariotyczna. Ponieważ w praktyce, na szalkę przenosi się raczej grudki zarodników niż pojedyncze zarodniki, czekanie aż zetkną się dwa różne miejsca zaszczepienia nie jest niezbędne; gdy grzybnia dobrze rozrośnie się na szalce, można mieć pewność, że wyizoluje się grzybnię dikariotyczną.

Ryc. 7 -Dotykanie odcisku zarodników ezą inokulacyjną.Ryc. 8 - Haczykowata eza inokulacyjna z przyklejonymi zarodnikami.Ryc. 9 - Zaszczepianie szalki Petriego zarodnikami.

W uprawie grzybów na etapie owocnikowania, pracuje się głównie z pojedynczą odmianą grzybni dikariotycznej. Jednak ponieważ pojedynczy grzyb wytwarza zarodniki kilku różnych typów parzenia, na szalce Petriego zaszczepionej zarodnikami będzie rosło prawdopodobnie kilkadziesiąt różnych odmian grzybni dikariotycznej. Dlatego konieczne jest wyizolowanie jednej z tych odmian tak by można wyhodować zapas zaszczepiacza z jednej, jednolitej odmiany. Można to osiągnąć za pomocą skalpela, igły preparacyjnej, ezy z pętlą wygiętą w haczyk (Ryc. 8). Narzędzie jest najpierw sterylizowane w płomieniu alkoholowym; następnie otwierana jest nieznacznie szalka Petriego i bardzo mały kawałek tkanki grzybni jest nadziewany na koniec ostrza, igły lub haczyka, i szybko i zręcznie przenoszony do drugiej czystej sterylnej szalki Petriego zawierającej odpowiednie stałe podłoże odżywki. Grzybnia dikariotyczna jest izolowana przy pomocy dokładnie tych samych technik, które stosowane są przy przenoszeniu grzybni z jednej szalki Petriego do drugiej; ryciny ilustrujące tę procedurę można zobaczyć w Kroku II, Ryc. 13-16. Wybierając tym sposobem bardzo mały kawałek tkanki, można być niemal pewnym, że pobierana i izolowana jest tylko jedna odmiana grzybni dikariotycznej. W praktyce stwierdziliśmy, że zarówno izolowanie dikariontów jak i transfer z szalki na szalkę wyizolowanej raz grzybni dikariotycznej, można najłatwiej osiągnąć przy użyciu skalpela #11. Z krawędzi grzybniowej plechy można wyciąć małe kwadraty agaru i przenieść do świeżych szalek Petriego.

Grzybnia dikariotyczna, wyizolowana w ten sposób z szalki z wykiełkowanymi zarodnikami, rozrośnie się we wszystkich kierunkach z punktu zaszczepienia na nowej szalce i powinna pokryć większość powierzchni podłoża w ciągu 8-12 dni. Można zatem pójść dalej i zrobić kolejne transfery na nowe szalki przy dużym stopniu pewności, że pracuje się z pojedynczym szczepem grzybni dikariotycznej.

Prawdopodobnie wskazane jest wyizolowanie kilku różnych szczepów grzybni dikariotycznej na oddzielne szalki pobierając tkankę z różnych części szalki z wykiełkowanymi zarodnikami. Różne szczepy wyizolowane z jednej szalki z wykiełkowanymi zarodnikami powinny być oznaczone metkami i porównane pod kątem siły wzrostu i zdolności owocnikowania, tak by poprzez obserwację i metodą prób i błędów, szczep wykazujący się maksymalną siłą w obu aspektach mógł zostać ostatecznie zidentyfikowany a dopiero później użyty. Izolowanie najbardziej energicznej odmiany wymaga czasu i uważnej obserwacji; jednak nie musi to kolidować z kontynuowaniem drugiego i trzeciego kroku procesu, gdyż każda grzybnia dikariotyczna, która została poprawnie wyizolowana z innych odmian powinna przejawiać zdolność do owocnikowania. Po poddaniu kilku odmian kilku etapom owocnikowania, powinno stać się jasne, która odmiana jest najbardziej energiczna. Nasze obserwacje wskazują, że najenergiczniej owocnikujące odmiany mają wyraźnie "sznurową" morfologię w czasie rozwoju na etapie grzybniowym. To rzecz jasna, ponieważ ten sznurowy wygląd jest spowodowany tworzeniem ryzoidów, grubych pasm strzępek, które mają strukturę podobną do ryzoidów tworzonych przed i podczas etapu owocnikowania. Ryzoidy te pełnią funkcję w transporcie wody i związków odżywczych do rozwijających się grzybów (patrz Chang & Hayes, 1978, Rozdział 8).

Jeśli ma się świeży okaz grzyba, można zastosować inną metodą izolowania grzybni dikariotycznej bez wykorzystywania zarodników. Jest to metoda izolacji podskórnej (Enos, 1970). Operacja ta powinna być przeprowadzona czystymi rękoma i przyborami. Powinno włożyć się parę lateksowych rękawiczek wysterylizowanych poprzez spryskanie Lizolem. Przytrzymaj świeżego grzyba za trzon w jednym ręku, a drugą ręką przetrzyj lekko powierzchnię kapelusza sterylnym wacikiem zwilżonym jodyną. Miej przygotowany czysty skalpel #11 i lampę alkoholową do jego wysterylizowania. Napręż kapelusz grzyba, wierzchem w górę, między kciukami a palcami aż pęknie odsłaniając wewnętrzny białawy miąższ. Wypal skalpel i wytnij mały kawałek tego podskórnego miąższu i przenieś go na wysterylizowaną szalkę z odżywką. Z wewnętrznego miąższu pojedynczego kapelusza można zrobić kilka zaszczepień. Ponieważ miąższ grzyba został spleciony z grzybni dikariotycznej, porośnie szalkę w ten sam sposób co grzybnia wyizolowana z szalki z wykiełkowanymi zarodnikami. Procedura ta eliminuje etap potrzeby izolowania różnych szczepów dikariotycznych, gdyż grzybnia wyizolowana w ten sposób składa się tylko z jednego szczepu. Z drugiej strony, procedura ta ogranicza do pracowania z tylko jedną odmianą.

Krok II - hodowla zapasu zaszczepiacza

Gdy został wyizolowany jeden lub więcej szczepów grzybni dikariotycznej, trzeba natworzyć zapas kultur grzybniowych rosnących na sterylnym podłożu agarowym. Inokulant z tego zapasu będzie stosowany do szczepienia grzybni na sterylizowanym życie lub na innym zbożu. Jednak przed przystąpieniem do tego kroku, wskazane jest posiadanie dobrego zapasu inokulantu wyhodowanego na sterylnym podłożu agarowym, w ten sposób będzie się miało dużo sterylnego inokulantu nawet jeśli kilka kultur ulegnie zakażeniu. Dlatego informacje w tej części opisują procedury dla przygotowania, sterylizacji, i zaszczepiania stałego podłoża odżywki.

Większość pracy laboratoryjnej z grzybami wyższymi, drożdżami, pleśniami, bakteriami i tak dalej obejmuje wyhodowanie organizmu na stałym podłożu agarowym, do którego zostały dodane odpowiednie związki odżywcze. Agar jest substancją pektynopodobną wyekstraktowaną z pewnego rodzaju algi morskiej, która po rozpuszczeniu we wrzącej wodzie i po ostudzeniu, krzepnie do galaretowatej konsystencji. Agar jest standardowym artykułem we wszystkich pracach mikrobiologicznych, i jest dostępny w niemal każdej firmie dostarczającej artykuły naukowe. Jest również sprzedawany przez wiele sklepów ze zdrową żywnością i sklepów z żywnością orientalną jako suplement dietetyczny. Fungi Perfecti (P.O. Box 7634, Olympia, WA 98507) oferuje szeroką gamę artykułów do uprawy grzybów i wyśle bardzo pomocny katalog za 2,50$.

Agar Dekstrozowo Ziemniaczany (PDA) i Agar z Wyciągiem Słodowym (MEA) są standardowymi podłożami pożywkowymi, odpowiednimi do hodowli grzybni grzybów wyższych, wliczając Stropharia cubensis. Oba rodzaje są powszechnie dostępne w formie gotowej mieszanki w większości firm dostarczających artykuły naukowe. Gotową mieszankę trzeba tylko rozpuścić we wrzącej destylowanej wodzie. Zazwyczaj stosuje się około 15-20 g wymieszanego podłoża agarowego na 1000 ml wody.

Odpowiednie proporcje oraz instrukcje mieszania są zazwyczaj wydrukowane na pojemniku suchego preparatu agarowego. Z niewielkim kłopotem można również wyprodukować własny PDA lub MEA. Receptury na PDA, MEA, i odmiany MEA zwanej MYP czyli Słód-Drożdże-Pepton (Malt-Yeast-Peptone) są podane poniżej. Przekonaliśmy się, że MYP jest doskonały do długoterminowego utrzymywania energicznej grzybni.

P.D.A.
250 g ziemniaków
15 g agaru
10 g dekstrozy
1,5 g drożdży odżywczych (lub ekstraktu drożdżowego)

Posiekaj nieobrane ziemniaki na durszlak a następnie przepłucz je przez trzydzieści sekund zimną wodą kranową. Połącz przepłukane ziemniaki z jednym litrem wody i delikatnie gotuj przez trzydzieści minut. Przefiltruj wynikły wywar ziemniaczany przez muślin lub etaminę i wyrzuć ziemniaki. Do litra wywaru ziemniaczanego dodaj agar, dekstrozę, oraz drożdże, które uprzednio odważyłeś i wymieszałeś ze sobą w torebce. Mieszając delikatnie dodaj wymieszane związki w proszku. Łagodnie pogotuj przez dziesięć minut lub aż roztwór jest przezroczysty. Uważaj by roztwór nie wykipiał. Dodaj tyle wody by przywrócić objętość roztworu do jednego litra. Wlej roztwór gdy wciąż jest gorący do szalek Petriego, słoiczków po jedzeniu dla dzieci, lub skosów probówkowych (Ryc. 11). Użyj tylko tyle by zakryć dno szalki lub słoiczka na głębokość około 5 mm. Dla wygody, szalki można najpierw umieścić na dnie szybkowaru przed wlaniem podłoża; następnie wlewaj podłoże, nakładaj wieczka na szalki, następnie twórz drugi poziom na wierzchu tego; następnie nalej, zakryj, i kolejny poziom, aż powstanie stos podobny do tego z Ryc. 12. Roztworowi można pozwolić ostygnąć lub wysterylizować go natychmiast. Procedury sterylizacji zostaną opisane niebawem.

Poniżej przepis na Agar z Ekstraktem Słodu (MEA).

Do 1 litra łagodnie wrzącej wody dodaj uprzednio odważony i wymieszany proszek zawierający:

20 g słodu lub ekstraktu słodowego (może być w proszku lub w syropie)
25 g agaru
0,1 g wodorofosforanu potasu (K2HPO)
0,1 g węglanu wapnia (CaCO3) (można użyć sproszkowane muszle ostryg)

Płynny ekstrakt słodowy sprzedawany w sekcjach syropowych większości sklepów spożywczych jest dość odpowiedni dla tego podłoża. Po całkowitym rozpuszczeniu związków odżywczych w wodzie, gorący roztwór jest wlewany w szalki w ten sam sposób co PDA.

MYP lub Słodowo-Drożdżowo-Peptonowe podłoże jest wariantem MEA, bardzo przydatnym do długoterminowego utrzymywania pożądanych kultur. Do 1 litra łagodnie wrzącej wody dodaj uprzednio odważony i wymieszany proszek zawierający:

7 g ekstraktu słodowego (proszek lub syrop)
1 g peptonu lub sojtonu
0,5 g ekstraktu drożdżowego
15 g agaru

Sojton i Pepton są markami handlowymi hydrolizatu białka i mogą być zamówione w domach zaopatrzenia naukowego lub mikrobiologicznego.

W przypadku wszystkich tych trzech przepisów, jeśli po napełnieniu szalek zostanie trochę roztworu, kolbę można szczelnie zamknąć i przechowywać w lodówce przez czas nieokreślony, lub wysterylizować z szalkami i przechowywać na półce. Gdy chce się zrobić więcej szalek, podłoże to może zostać rozpuszczone na gorąco i ponownie wykorzystane.

Trzy rodzaje podłoży opisane powyżej są dość łatwe do przygotowania i będą się nadawały do wyhodowania zapasu zaszczepiacza. Dobrym pomysłem jest wymieszanie i posiadanie pod ręką przynajmniej dwóch rodzajów podłoży, oraz stosowanie ich naprzemiennie w przygotowywaniu partii szalek. W ten sposób grzyb nie przyzwyczai się do jednego typu podłoża a zatem będzie zmuszony do wykorzystywania różnych części swego genomu przystosowując się do różnych podłoży. Uchroni to grzybnię od ulegnięcia jakiemukolwiek "czynnikowi starzenia" lub tendencji do fizjologicznego zestarzenia a zatem utraty wigoru po pewnym okresie czasu.

Te trzy rodzaje podłoży są zupełnie wystarczające do wyhodowania zapasowego zaszczepiacza. Z czysto praktycznego punktu widzenia, przekonaliśmy się, że mogą być łatwo i wygodnie przygotowane ze stosunkowo kilku powszechnych składników. Jeśli ktoś nie chce angażować się w złożone badania odżywkowe, nie ma potrzeby przejmować się innymi recepturami. Jadnakże użyte mogą być inne rodzaje podłoży, a tych, którzy chcą się zagłębić w ten etap procesu zachęcamy do skonsultowania z Neal, et. al. (1968).

Po przygotowaniu podłoża agarowego i wlaniu go na szalki Petriego, słoiczki po jedzeniu dla dzieci, skosy probówkowe, lub inne odpowiednie pojemniki, trzeba wysterylizować podłoże w pojemnikach w celu zabicia zarodników bakterii, drożdży i innych pleśni, które dostały się do podłoża z powietrza. Można to zrobić przy pomocy następującej procedury: Jeśli nie jest dostępny laboratoryjny autoklaw, można użyć standardowy szybkowar do gotowania lub wekowania. My stosujemy i polecamy szybkowar All American 941½, dostępny u producenta, The American Aluminum Foundry Co., P.O. Box 246, Manitowoc, Wisconsin 54220 (zobacz Ryc. 27). Wlej niewielką ilość wody (około 1 litra) na dno szybkowaru (może być woda kranowa) tak by powierzchnia była zakryta. Umieść pojemniki zawierające podłoże w szybkowarze. Pamiętaj by ostrożnie ustawić je w stos (zobacz Ryc. 12); przydaje się do tego mała emaliowana tacka. Uwaga: Jeśli używasz wysterylizowanych już szalek plastikowych, wlej do nich podłoże po jego wysterylizowaniu; nie autoklawuj plastikowych szalek.

Nie ma znaczenia, czy podłoże jest wciąż gorące i płynne, czy ostygło i stężało, gdyż ciepło procesu sterylizacji i tak je rozpuści. Jeśli stosowane są słoiczki po jedzeniu dla dzieci lub probówki kulturowe, upewnij się, że pokrywki są luźno, nie ciasno zakręcone, podczas sterylizacji. Zamknij szczelnie pokrywę szybkowaru, lecz pozostaw otwarty kurek zamykający. Doprowadź szybkowar do wrzenia na maksymalnym gazie. Gdy woda zacznie energicznie wrzeć, z kurka zamykającego zacznie wylatywać kłąb pary; w tym momencie powinien on zostać zamknięty, i powinno się pozwolić wzrosnąć ciśnieniu do 15-20 funtów. Następnie zmniejsz gaz tylko tyle by utrzymać ciśnienie na tym poziomie przez 45 minut do 1 godziny. Standardowy czas sterylizacji dla podłoży stałych przy tych temperaturach (121°C) i ciśnieniu (15-20 funtów) to 15 minut, lecz doświadczenie pokazało, że często nie wystarcza to do zapewnienia całkowitej sterylizacji. Ważne również by w szybkowarze nagromadził się widoczny kłąb pary przed zamknięciem kurka, gdyż jeśli zostanie on zamknięty przedwcześnie, ciśnienie wzrośnie lecz woda nie będzie mogła parować, a suche gorąco potrzebuje dłuższego czasu na ukończenie sterylizacji.

Po wysterylizowaniu podłoża przy właściwym ciśnieniu przez 45-60 minut, wyłącz gaz lub ostrożnie zdejmij szybkowar (pamiętaj, że podłoże jest w tym momencie płynne i może się porozlewać) i pozwól mu ostygnąć do temperatury pokojowej przed otwarciem kurka zamykającego; w przeciwnym razie nagłe uwolnienie ciśnienia sprawi, że podłoże wykipi.

Gdy szybkowar ostygnie do temperatury pokojowej lub nieco wyższej, owiń kolumnę kurka kawałkiem ręcznika papierowego o szerokości 2,5 cm, następnie zwilż go Lizolem w aerozolu po czym otwórz kurek i pozwól wylecieć nadmiarowi pary. Zdejmij pokrywkę i ostrożnie wyjmij pojemniki zawierające podłoże. Umieść pojemniki wewnątrz przesterylizowanej komory inokulacyjnej (zobacz Ryc. 10) lub na czystym, gładkim blacie, który został przetarty Lizolem lub podobnym, silnym środkiem dezynfekującym. Gdy pojemniki bardziej ostygną, podłoże skrzepnie. Jeśli stosowane są

skosy probówkowe, powinny być umieszczone pod kątem gdy podłoże wciąż jest płynne, aby zapewnić maksymalny obszar powierzchni dla rozwoju grzybni.

Ryc. 10 - Dwa obrazki komory inokulacyjnej domowej roboty.

Uwaga: SZALEK PLASTIKOWYCH NIE MOŻNA AUTOKLAWOWAĆ! Stosując przesterylizowane plastikowe szalki Petriego, podłoże powinno sterylizować się w kolbie zatkanej cynfolią. Kolba powinna być mniej więcej w połowie pełna, więc najlepiej wysterylizować dwie 1000 ml kolby, każda z 500 ml podłoża. Procedura nalewania do plastikowych szalek jest opisana poniżej.

Jeśli stosowane są przesterylizowane szalki plastikowe, postępuje się następująco: Pozwól wysterylizowanym kolbom ostygnąć w komorze inokulacyjnej aż będą ciepłe w dotyku - lecz będą mogły być z łatwością obsługiwane. Podłoże wciąż jest płynne w tym momencie, i jest gotowe do wlewania. Pracując ze zwyczajowymi sterylnymi środkami ostrożności (patrz poniżej), potrzebny jest płomień alkoholowy i stos 20-40 plastikowych szalek Petriego. Te przeważnie chodzą pakowane w rolki po dwadzieścia. Zacznij od stosu około pięciu szalek. Ostrożnie zerwij cynfolię z wlotu kolby z podłożem, i opal krótko ten wlot w płomieniu alkoholowym. Następnie, trzymając kolbę jedną ręką, drugą ostrożnie unieś pokrywkę dolnej szalki w stosie, utrzymując pozostałe szalki na jej wierzchu w równowadze. Przytrzymaj wlot kolby blisko krawędzi szalki Petriego. Wlej tylko tyle podłoża by przykryć dno szalki do głębokości około 5 mm. Ostrożnie załóż pokrywkę a następnie powtórz ten proces z następną najniższą szalką i tak dalej w górę stosu. Po napełnieniu szalek, powinny być ustawione w stosy (ostrożnie!) w kolumny po 10 lub 20 w celu zminimalizowania skraplania na pokrywkach podczas stygnięcia.

Ryc. 11 - Trzy pojemniki odpowiednie dla kultury agarowej.Ryc. 12 - Prosty stabilny stos szalek Petriego.

Gdy naczynia całkowicie ostygną do temperatury pokojowej, a podłoże jest całkowicie skrzepnięte, są gotowe do zaszczepiania. Jeśli to możliwe, zaszczepianie powinno być przeprowadzone wewnątrz komory inokulacyjnej, takiej jak ta przedstawiona na Ryc. 10. Dostępne są komory handlowe, lub można skonstruować komorę domowej roboty z drewna, a wszystkie połączenia uszczelnić silikonowym związkiem uszczelniającym. Przed wprowadzeniem pojemników z kulturą, komorę zdezynfekuj, dokładnie spryskując wszystkie powierzchnie wewnętrzne Lizolem w aerozolu, lub mieszaniną 25% roztworu Chloroksu z wodą destylowaną, lub oboma. Jeśli komora nie jest dostępna, zaszczepianie można przeprowadzić na otwartym powietrzu pomieszczenia, w którym powietrze jest względnie nieruchome, tj., w pomieszczeniu bez żadnych przeciągów. Powietrze w pomieszczeniu powinno zostać uprzednio spryskane 25% roztworem Chloroksu a powierzchnia na której ma być wykonywane zaszczepianie powinna być przetarta silnym roztworem Lizolu. Wszystkie sterylne procedury powinny być zawsze przeprowadzane w rękawiczkach lateksowych, które zostały zdezynfekowane poprzez spryskanie Lizolem (Ryc. 13 i 14). Nigdy nie używaj Lizolu w aerozolu w obecności płomienia. Po wpryskaniu Lizolu w komorę inokulacyjną, odczekaj kilka minut przed wprowadzeniem do niej lampy alkoholowej. PAMIĘTAJ ŻE LIZOL W SPRAYU JEST ŁATWOPALNY.

Ryc. 13 - Materiały do zaszczepiania z szalki na szalkę.Ryc. 14 - Dezynfekowanie gumowych rękawiczek Lizolem.

Zaszczepianie powinno być wykonane przy użyciu jednorazowego skalpela lub ezy, która została rozgięta by utworzyć haczyk (Ryc. 8), i może być przeprowadzone zasadniczo w ten sam sposób, który opisano dla izolowania grzybni dikariotycznej z szalki z wykiełkowanymi zarodnikami. Wybierz całkowicie sterylną, energicznie rosnącą kulturę z zapasu grzybni dikariotycznej wyizolowanej z zarodników. Grzybnia energicznej kultury powinna być śnieżno biała i sznurowata z wyglądu, i najlepiej powinna mieć mniej niż 10 dni (por. Ryc. 13). Przed rozpoczęciem pracy, umyj dokładnie ręce i przedramiona mydłem i wodą, następnie przetrzyj alkoholem. Załóż cienkie rękawiczki lateksowe spryskane Lizolem lub roztworem wody z Chloroksem jako dodatkową ochroną (Ryc. 13 i 14); można do nich najpierw naprószyć talku był łatwiej się nasunęły. Załóż koszulkę z krótkim rękawem lub bez rękawów do tego procesu by uniknąć wprowadzenia zakażeń z ubrania. Przesuń skalpel lub haczykowatą ezę nad płomieniem lampy alkoholowej aż czubek roboczy zostanie rozgrzany do czerwoności (Ryc. 15). Pozwól mu przestygnąć przez moment lub ostudź go w szalce Petriego z wysterylizowanym agarem, poświęconej do tego celu. Otwórz kulturę tylko tyle by wetknąć koniec ezy i zaczepić mały kawałek tkanki grzybni lub mały wycinek agaru i przenieść go szybko do świeżo wysterylizowanego podłoża, znowu otwierając wieczko tylko na tyle by wetknąć inokulant (Ryc. 16). Wyciągnij ezę i nałóż ponownie wieczko na nowo zaszczepioną kulturę. Jeśli zamiast ezy stosowany jest skalpel, zaszczepianie można wykonać poprzez wycięcie małego kwadracika (1 mm kwadr.) agaru porośniętego grzybnią z szalki z kulturą, i przenieść go na nową szalkę. Jeśli stosowane są probówki lub słoiczki po jedzeniu dla dzieci, pokrywki powinny być pozostawione dość luźno w celu umożliwienia napowietrzania. Powtórz ten proces tyle razy ile masz pojemników do zaszczepienia. Nie trzeba stosować nowej kultury do każdego zaszczepienia; pojedyncza kultura wystarczy do zaszczepienia tuzina świeżych szalek. Jednak po zaszczepieniu danej partii, kultura stosowana jako źródło zaszczepiacza powinna zostać wyrzucona.

Ryc. 15 - Wypalanie skalpela do zaszczepiania.Ryc. 16 - Wkładanie inokulantu na świeżą szalkę Petriego.

Niech świeżo zaszczepione podłoże postoi w temperaturze pokojowej przez 3-5 dni. W tym czasie śnieżnobiała, nitkowata grzybnia rozprzestrzeni się promieniście po powierzchni podłoża, pokrywając go całkowicie w ciągu 7-20 dni. Rozwój inokulantu powinien być widoczny czwartego dnia po zaszczepianiu. Mniej więcej w tym czasie będą również widoczne wszelkie zakażenia, które dostały się do kultury podczas zaszczepiania mimo środków ostrożności. Zazwyczaj pojawiają się jako małe białe kropki z niebieskozielonymi środkami, i rosną znacznie szybciej niż grzybnia. Są to zazwyczaj inne pleśnie, takie jak Penicillium i Aspergillus, Neurospora oraz różne drożdże. Większość jest łatwa do odróżnienia od grzybni grzyba, ponieważ grzybnia jest śnieżno biała, sporadycznie z nieznacznymi odcieniami niebieskiego, natomiast zakażenia mogą być zielone, niebieskozielone, czarne, żółte, brudnoszare, i tak dalej, a poza tym nie przypominają grzybni. Wszystkie zakażone kultury powinny być wyrzucone jak tylko jest się pewnym, że ma miejsce zakażenie. Strata kilku kultur przez zakażenie jest rzeczą normalną, i nie powinno się tym zniechęcać. Praktycznie niemożliwe jest, w warunkach nielaboratoryjnych, wyeliminowanie wszystkich zakażeń; lecz gdy zyskuje się praktykę w robieniu zaszczepień, szybkość i technika powinny się stopniowo poprawiać, tak że zakażenie może być sprowadzone do minimum. Dobrym pomysłem może być skonsultowanie się z wprowadzającym tekstem z mikrobiologii dla informacji związanych z szybkimi i skutecznymi technikami zaszczepiania.

Po zaszczepieniu szalek, mogą być one przechowywane podczas rozrastania w zamkniętym pudle styropianowym lub pudełku po ciastkach, które zostały wysterylizowane poprzez przetarcie silnym roztworem Chloroksu, a następnie spryskanie wszystkich wewnętrznych powierzchni Lizolem. Pomoże to uchronić przed zakażeniem podczas rozwoju. W bardzo wilgotnych klimatach, woda skrapla się na górnych częściach szalek; czasem może ona skapywać na powierzchnię agaru i ją zakażać. Z tego powodu powinno się starać używać tylko szalki, w których skraplanie jest minimalne, by uniknąć wprowadzenia niewidocznych zakażeń do słoików lub żyta; lub, jeśli używane już są szalki ze skraplaniem, powinno się być bardzo ostrożnym podczas zaszczepiania, by unikać strącania kropli wody na powierzchnię agaru przy zdejmowaniu i nakładaniu wieczka. Stwierdziliśmy, że niezależnie od stosowanego typu szalek, skraplanie na wieczku można wyeliminować poprzez ustawianie szalek w wyższe (i bardziej niepewne) stosy po piętnaście lub więcej, podczas stygnięcia podłoża.

Krok III - uprawa na sterylizowanym życie

Gdy z powodzeniem wyhodowano wiele kultur grzybniowych na podłożu stałego agaru, staje się przed wyborem: Można w tym momencie przerwać, i skupić się na doskonaleniu technik hodowli grzybni na agarze. Sama grzybnia zawiera psilocybinę i może być spożywana dla celów halucynogennych. Ilość psilocybiny obecnej w grzybni jest określana przez żyzność podłoża na którym jest uprawiana. Zatem dla osoby chcącej jedynie otrzymać psilocybinę z grzybni, istnieje szeroki obszar do badań; tzn., do odkrycia właściwego podłoża odżywczego, które daje maksymalny plon psilocybiny na jednostkę obszaru powierzchni agaru. Jeśli dostępne jest wyposażenie laboratoryjne, psilocybina może być również otrzymana z grzybni wyhodowanej w płynnym podłożu we wstrząsanych lub zanurzanych kulturach kolbowych. Ponieważ dla większości ludzi wyposażenie do tego potrzebne jest niedostępne, podejście to nie jest tu dalej omawiane. Zainteresowanych czytelników zachęcamy do przekonsultowania Catalfomo & Tyler, 1964.

Inny wybór na tym etapie polega na przejściu do kroku trzeciego w tej procedurze, dzięki czemu grzyby można uzyskać przez skłonienie grzybni do owocnikowania. Aby nastąpiło energiczne owocnikowanie, grzybnia musi być najpierw wyhodowana na sterylizowanym życie, pszenicy, jęczmieniu lub innym podobnym zbożu, tak by otrzymać masę grzybni ważącą od 50-100 gram. Hodowla grzybni grzyba na sterylizowanym zbożu jest standardową procedurą w komercyjnej uprawie grzybów, wykorzystywaną do wyprodukowania "zaszczepiacza" do wszczepienia w grządki kompostu z końskiego obornika. Procedury opisane w tym rozdziale są w rzeczywistości zaadaptowane, ze stosownymi modyfikacjami, z procesu opisanego pierwotnie przez San Antonio (1971) dla uprawy owocników popularnego grzyba jadalnego Agaricus bisporus w warunkach laboratoryjnych. Poszczególne kroki przy uprawie grzybni na podłożu z ziarna żyta są opisane poniżej.

Choć grzybnia będzie rosła i owocnikowała należycie na wielu rodzajach zbóż, wliczając żyto, pszenicę, jęczmień, pszenżyto, owies, brązowy ryż, sorgo, proso a nawet grykę, według naszego doświadczenia to żyto działa tak dobrze jak inne i jest mniej drogie niż większość. Dlatego na tym etapie pracowaliśmy głównie z żytem. Trzeba być jednak pewnym, że stosowane żyto pakuje się do spożycia przez ludzi, a nie uprawia na paszę; żyto paszowe jest zazwyczaj traktowane fungicydami.

Na tym etapie warto skonstruować skrzynkę ze styropianu z okienkiem w pokrywie, taką jak zilustrowana na Rycinach 17-20. Skrzynki te można nabyć w sklepach zoologicznych i u dostawców ryb tropikalnych i mogą być one użyte jako wygodny system modułowy do inkubowania słoików w środowisku wysokiej wilgotności, o stałej temperaturze. Słoiki mogą być również trzymane w akwarium lub terrarium o odpowiedniej wielkości. Taka skrzynka może być wyposażona w światło Grow-lux i czasomierz ustawiony na trzynastogodzinny cykl światła zapewniający niemal doskonałe środowisko wzrostu. Jeśli pracuje się w otoczeniu, w którym fluktuacje temperatury są minimalne a warunki czyste, słoiki można po prostu inkubować na półce lub na stole bez żadnych specjalnych pojemników.

By przygotować podłoże żytnie, zacznij od czystego, szerokowlotowego słoika do weków z kopułą i pokrywką pierścieniową. Dodaj do słoika następujące składniki w takich proporcjach:

160 ml ziaren żyta (około 150 g suchej masy)
130 ml wody (kranowej lub destylowanej)
½ łyżki węglanu wapnia (CaCO3)

Węglan wapnia, który jest opcjonalny, musi mieć dużą czystość; odpowiednie są sproszkowane muszle ostryg, sproszkowany wapień, lub sproszkowana kreda.

Ryc. 17 - Robienie pudła: wycinanie okienka w pokrywie.Ryc. 18 - Aplikowanie morskiego kleju silikonowego.

Ryc. 19 - No okienko przyklejany jest przezroczysty plastikowy winyl.Ryc. 20 - Gotowe pudło.

Po dodaniu do każdego słoika składników we właściwych proporcjach, powinno się luźno nakręcić pokrywki na słoiki, z odwróconą gumową uszczelką wewnętrznej pokrywki tak by słoiki nie zassały się podczas sterylizacji (Ryc. 26).

Teraz słoiki zawierające żyto mogą zostać wysterylizowane. Wlej wodę do szybkowaru; nigdy nie stosuj mniej niż 1,5 litra. Włóż słoiki do szybkowaru, upewniając się, że pokrywki są luźno (Ryc. 28). Jeśli szybkowar jest wystarczająco duży by na to pozwolić, słoiki można bez trudu ustawić w dwupoziomowe stosy (Ryc. 29 i 30). Uszczelnij pokrywkę szybkowaru, lecz pozostaw otwarty kurek zamykający jak poprzednio, aż zacznie z niego wylatywać obłok pary. Wówczas zamknij kurek, i doprowadź ciśnienie do 15-20 funtów. Zmniejsz gaz gdy ciśnienie to zostanie osiągnięte tak by ciśnienie było podtrzymane lecz nie narastało. Chodzi o średnie ciepło na palniku elektrycznym. Sterylizuj pod tym ciśnieniem przez godzinę. Zdejmij z gazu i pozwól ciśnieniu powrócić do zera przed otwarciem kurka. Pamiętaj by owinąć kolumnę kurka paskiem ręcznika papierowego nasączonym Lizolem. Otwórz kurek i pozwól wylecieć nadmiarowi pary; następnie zdejmij pokrywę z szybkowaru. Wyjmij jeden ze słoików, dociśnij pokrywkę palcem, i starannie sprawdź słoik pod kątem pęknięć i natychmiast wyrzuć wszelkie wadliwe słoiki (Ryc. 31); następnie wstrząśnij energicznie pozostałymi słoikami (Ryc. 31). Można opisać słoiki datą zaszczepiania lub innym odpowiednim numerem kodowym (Ryc. 32) w celu śledzenia harmonogramu wstrząsania słoikami. Po wyjęciu słoika można zauważyć, że żyto wchłonęło wodę i spęczniało kilka razy względem poprzedniej objętości. Po wstrząsaniu, pozostaw pokrywki dokręcone aż słoiki ostygną. Umieść słoiki w przesterylizowanej komorze do zaszczepiania (jeśli jest dostępna) lub na czystej zdezynfekowanej powierzchni (Ryc. 10). Następnie pozwól słoikom stygnąć przez co najmniej dwie godziny lub do temperatury pokojowej.

Gdy słoiki całkowicie ostygną do temperatury pokojowej, i nie są już ciepłe w dotyku, gotowe są do zaszczepiania. Krok ten najlepiej zrealizować przy zastosowaniu wysterylizowanego skalpela nr 11 (Ryc. 33). Skalpele te można dostać w każdym sklepie medycznym. Wypal ostrza skalpela nad lampą alkoholową (Ryc. 33). Wetknij skalpel w agarową kulturę grzybni wyhodowaną na szalce Petriego lub w słoiczku po jedzeniu dla dzieci, i wytnij w powierzchni kratkę, tak by utworzyć małe kwadraty agaru mające około 1-1,5 cm kwadratowego (Ryc. 34). Można w ten sposób uzyskać około 9-20 kwadracików agaru z jednej 10 cm szalki Petriego (Ryc. 35). Kultury wyhodowane w skosach probówkowych są oczywiście nieodpowiednie dla tego kroku, z powodu trudności z wyjęciem kwadratów agaru z probówek. Przy każdych przenosinach przesterylizuj ostrze skalpela nad płomieniem, wetknij w kulturę agarową, nadziej, i wyciągnij jeden kwadrat agaru pokrytego grzybnią (Ryc. 36.) a następnie przenieś go szybko do jednego ze słoików, unosząc jego pokrywkę jedynie na tyle by wetknąć zaszczepiacz (Ryc. 37 i 38). Dokręć mocno pokrywkę i energicznie potrząśnij słoikiem by rozprowadzić punkty zaszczepienia. Powtórz ten krok inokulacyjny dla każdego słoika.

Alternatywna metoda zaszczepiania została nam zasugerowana przez przyjaciela, jako potencjalnie skuteczna w zwiększaniu sterylności procedury a zatem ograniczająca zakażenie. Metoda ta jest standardowym podejściem do zaszczepień grzybowych w pracy mikologicznej, i dotychczas wydaje się obiecująca, choć nie przebadaliśmy jej dokładnie by dowiedzieć się, czy jest odpowiedzią na problemy z zakażeniami.

Ryc. 21 - Zestaw słoików do napełnienia i wysterylizowania.Ryc. 22 - Materiały do przygotowania podłoża żytniego.

Ryc. 23 - Wsypywanie odważonego żyta do słoika.Ryc. 24 - Dodawane są dwa gramy sproszkowanej muszli ostrygi (CaCO3).

Ryc. 25 - Dodawane jest 150 mililitrów wody.Ryc. 26 - Pokrywka słoika z gumową krawędzią ku górze.

Ryc. 27 - Szybkowar "All American 941½".Ryc. 28 - Ładowanie szybkowaru.
Ryc. 29 - Pierwsza warstwa słoików.Ryc. 30 - Druga warstwa słoików.
Ryc. 31 - Wysterylizowane słoiki są sprawdzane pod kątem pęknięć, a następnie wstrząsane.Ryc. 32 - Zapisywanie daty na słoikach.
Ryc. 33 - Wypalanie skalpela.Ryc. 34 - Grzybnia na agarze jest cięta na segmenty.

Ryc. 35 - Szalka z segmentami gotowa do użycia.Ryc. 36 - Wycinek agaru jest nadziewany na skalpel...

Ryc. 37 - ... i przenoszony ...Ryc. 38 - ... do słoika.

Ryc. 39 - Słoiki w 4, 6, i 10 dniu po zaszczepianiu.

W celu użycia tej metody, trzeba wywiercić otwór mający około 10 mm średnicy w "kopułowej" części pokrywek od słoików wekowych typu kopuła-i-obręcz. Można to łatwo zrobić za niewielką opłatą w warsztacie mechanicznym posiadającym wiertarkę kolumnową. UWAGA: Wierć otwory z białą stroną kopuły zwróconą ku górze! Uszczelnij otwór w pokrywce małym kawałkiem taśmy maskującej, zagiętym na siebie z jednej strony by mógł być łatwo chwycony. Żyto sterylizuj w słoikach w sposób opisany na poprzednich stronach. Po wysterylizowaniu słoików, wysterylizuj w szybkowarze następujące przedmioty przez 45 minut: jedną pyreksową pipetę 50 ml (owinięta w cynfolię); szklaną część od standardowego domowego blendera; jedną 250 ml kolbę Erlenmeyera zawierającą 100 ml wody (zakryj od góry cynfolią). Blender powinien być przykryty od góry cynfolią; nie sterylizuj plastikowej góry blendera! Metalowego śmigła i gumowej uszczelki blendera nie trzeba wyjmować, gdyż nie zostaną uszkodzone wysokimi temperaturami. Po wysterylizowaniu tych przedmiotów i wystarczającym ostygnięciu słoików do zaszczepiania, postępuj następująco: Wybierz jedną lub dwie energiczne, niezakażone kultury grzybni ze swego zapasu zaszczepiacza. Stosując płaszczyznę wypalonego noża kuchennego, przetnij wokół krawędzie krążka agaru na szalce, i wrzuć krążek lub krążki do blendera. Dodaj 100 ml wysterylizowanej wody, nałóż górę blendera i homogenizuj na wysokiej prędkości przez 20 do 30 sekund. Zassij homogenat do sterylnej pipety. Chwyć wolny koniec taśmy maskującej zakrywającej otwór w pokrywce słoika. Umieść czubek pipety w otworze i pozwól wlecieć do słoika 5 do 10 ml homogenatu. Zaklej ponownie otwór taśmą. Powtórz dla każdego słoika.


Po zaszczepieniu żyta, następuje okres oczekiwania i starannej obserwacji. Słoiki powinny być trzymane w miarę stałej temperaturze 21-26°C, i 95% wilgotności względnej. Ponieważ pokrywki pozostają na słoikach, wilgotność będzie zazwyczaj wysoka i nie będzie się trzeba o nią martwić. Jednakże ważne jest utrzymanie względnie wysokiej i stałej temperatury sprzyjającej wczesnemu i szybkiemu rozwojowi grzybni. Grzybnia wydziela ciepło gdy rośnie, a styropianowe pudło z rodzaju stosowanego przez hurtowników rybek tropikalnych jest idealne do zatrzymania tego ciepła a zatem samoinkubowania słoików. Podczas pierwszych trzech dni po zaszczepianiu, grzybnia przerośnie z agarowego zaszczepiacza na żyto. Ósmego do czternastego dnia, w zależności od temperatury, grzybnia rozrośnie się promieniście od zaszczepiacza we wszystkich kierunkach tworząc dywanik przyrostu nieco mniejszy niż pięćdziesięciocentówka.

Gdy rozwój grzybni osiągnął ten etap, mocno dokręć pokrywę i ponownie potrząśnij energicznie kulturą, by rozkruszyć grzybnię i rozprowadzić zaszczepiacz po życie. Podczas procesu potrząsania trafisz na jawnie zakażone słoiki; usuń je po prostu i odłóż na bok do późniejszego umycia. Po wstrząsaniu, pozwól kulturze postać przez 3-4 dni. Pod koniec tego okresu powinien być widoczny rozwój grzybni, z wielu różnych punktów w życie (Ryc. 39). Wstrząśnij słoikami w ten sposób, czwartego, szóstego, ósmego, i jeśli trzeba, dziesiątego dnia po zaszczepianiu. Całkowite przerośnięcie żyta powinno być obserwowane gdzieś od ósmego do czternastego dnia. W tym czasie, żyto powinno być całkowicie przerośnięte przez śnieżnobiałą grzybnię, która może być sporadycznie lekko zabarwiona na niebiesko. Jeśli zauważy się rozwój w jakimkolwiek innym kolorze, lub jeśli żyto jest tylko częściowo przerośnięte, wówczas kultura jest zakażona i powinna być wyrzucona.

Powinno się zauważyć, że czas potrzebny grzybni na całkowite przerośnięcie żyta może się znacznie różnić w zależności od indywidualnych okoliczności. W niektórych przypadkach, przerośnięcie może nastąpić w osiem dni; w innych, może być potrzebne aż do trzech tygodni. Nasze obserwacje wskazują, że temperatura inkubacji słoików jest najistotniejszym czynnikiem kierującym czasem przerośnięcia. Grzybnia Stropharia cubensis ma optymalny wzrost przy 26°C (Ames, 1958). Przekonaliśmy się, że kultury inkubowane w 26°C kończyły przerastanie w 11 do 13 dni, podczas gdy kultury inkubowane w 21°C potrzebowały aż do dwóch razy dłużej by zakończyć przerastanie. Temperatura 20-21°C była, jednakże, optymalna dla owocnikowania kultur po przeprowadzeniu etapu okrywania (patrz poniżej). Stopień wilgotności podłoża żytniego również wpływał na czas przerastania, będąc spowolnionym gdy żyto było zbyt suche. Stwierdziliśmy, że najlepsze połączenie żyta i wody wynosi w przybliżeniu 160 ml żyta na 130 ml wody. Stwierdziliśmy, że te dwa czynniki, temperatura i wilgotność, istotnie wpływają na czas przerastania, podczas gdy niewielki dostrzegalny wpływ może być przypisywany do pH lub obecności lub nieobecności światła. Jednakże nawet w optymalnych warunkach, wciąż trzeba wstrząsać okresowo słoikami by rozprowadzić zaszczepiacz po podłożu i ułatwić napowietrzenie. Z tego samego powodu można też poluzować pokrywki słoików (jedynie szczelina!) po ostatnim wstrząsaniu.

Gdy jeden lub więcej słoików żyta został przerośnięty grzybnią, trzeci krok w tej procedurze jest zakończony i jest się gotowym do przejścia do kroku czwartego, okrywania. Jednakże przed omówieniem tego kroku, być może wskazane jest wstawienie słowa ostrzeżenia w odniesieniu do kroku trzeciego. Krok ten, doprowadzenie do wyrośnięcia grzybni i przerośnięcia żyta, wydaje się najtrudniejszym i najbardziej zniechęcającym krokiem w całej procedurze. Szczególne bóle głowy, w obliczu których się staje w tym kroku można podsumować jednym słowem: zakażenie. Z jakiegoś powodu, zakażenie zdaje się być o wiele poważniejszym problemem na tym etapie niż na etapie hodowli na agarze, prawdopodobnie ponieważ pełnoziarniste żyto jest o wiele trudniejsze do całkowitego wysterylizowania niż agar. Każdy, kto próbuje tego kroku, w rzeczywistości prawie na pewno otrzyma prawdziwe wykształcenie w licznych "chwastach" grzybowych i bakteryjnych, które istnieją by trapić mikologa amatora. Według naszego doświadczenia, szczególnie dwa zakażenia są dość trwałe i pozornie niemożliwe do całkowitego wyeliminowania. Jednym jest krucha, szybko rosnąca niebiesko-zielona pleśń o medycznym zapachu, prawdopodobnie Penicillium lub Aspergillus. Drugim jest niezidentyfikowana bakteria, która wydziela żółtawy śluz na ścianki słoika, a która mocno pachnie zgniłymi jabłkami [przyp. tłum. - bakterię tę zidentyfikowano już jako należącą do rodzaju Bacillus]. Zarodniki obu tych organizmów muszą być tak powszechne w naturze, że potrafią zakazić niektóre kultury pomimo najstaranniejszych procedur inokulacyjnych. Pleśń pokazuje się szybko i może być szybko zauważona. Każdą kulturę, w której zobaczy się to zakażenie można uważać za straconą. Bakterie potrzebują więcej czasu by stały się oczywiste, lecz dzięki praktyce można nauczyć się to zauważać w ciągu kilku dni po zaszczepieniu. Pewnym zdradzeniem obecności tego zakażenia jest nieznaczne poluzowanie pokrywki i powąchanie przez szczelinę: silny drożdżowy lub fermentacyjny zapach wskazuje na obecność zakażenia. Niezakażone kultury wydzielają tylko lekki zapach gotowanego żyta. Kultury zakażone tym organizmem są również prawie niemożliwe do odratowania. Bakterie są beztlenowe, to znaczy, że mogą wzrastać pod nieobecność tlenu. Według naszego doświadczenia, zdają się obojętne na obecność lub nieobecność tlenu, i rosną w obu sytuacjach. Grzybnia grzyba jest dość aerobowa, tak naprawdę napowietrzanie jest niezbędne do jej rozwoju; dlatego odpowiednie napowietrzanie może dać grzybowi nieznaczną przewagę konkurencyjną wobec tego organizmu.

Sporadycznie będzie się widzieć inne zakażenia, choć nie z regularnością tych dwóch już wspomnianych. Mogą one obejmować pleśnie zabarwione na czarno, oliwkowo, zielono lub siarkowo, a czasem brudno-szarą, szybko rosnącą pleśń, którą jest prawdopodobnie Rhizopus.

Trzy czynniki zdają się centralne dla osiągnięcia bardzo niskiego (5%) współczynnika zakażeń:

  1. Bardzo ważne jest pozwolenie by w szybkowarze nagromadził się dobry kłąb pary. Jeśli stosujesz szybkowar All American 941½, to powinny uchodzić wyraźnie widoczne strumienie pary przez trzy do pięciu minut przed zamknięciem zaworu i pozwoleniem nagromadzenia się ciśnienia. Podczas gotowania słoików dno 941 Vi powinno przez cały czas przykrywać 1500 ml wody.
  2. Lizol, choć łatwo dostępny, ma poważne wady. Jest łatwo palny i stosowany w obecności lampy alkoholowej lub jakiegoś innego otwartego płomienia może eksplodować. UWAGA: Hodowcy grzybów zostali poważnie poparzeni w wypadkach z udziałem Lizolu. Staphene to komercyjna nazwa silnego dezynfekantu na bazie wody, który można nabyć u dostawcy materiałów naukowych lub medycznych albo zamówić od producenta, Vestal Labs, St. Louis, MO. Staphene nie eksploduje lecz powinien być traktowany z respektem i dotykany w gumowych rękawiczkach, gdyż jest bardzo toksyczny.
  3. Szalki Petriego z inokulantem powinny być stosowane gdy rozszerzający się krąg rosnącej grzybni wciąż zachowuje przynajmniej 5 mm margines nienaruszonego agaru ze wszystkich stron. Zakażenia wchodzą do szalki przy jej krawędziach i większość się tam lokuje. Jeśli inokulant jest pobierany z "młodych" obszarów wzrostu, bardzo niewiele nawet nieznacznie zakażonych szalek inokulantu wchodzi w proces zaszczepiania dużych partii słoików.

Przestawianie słoików: Po okryciu słoików, ważne jest sprawdzanie ich pod kątem jakichkolwiek możliwych zakażeń, które mogą zasiedlić się w samej glebie okrywowej. Jeśli stosowany jest system półek, wówczas każdego dnia słoiki na tyle każdego rzędu powinny być przenoszone na jego przód. Podczas przenoszenia, sprawdzaj słoiki pod kątem oznak zakażenia i nadmiernej suchości lub wilgotności. I roztocza. Robiony regularnie, proces ten skutkuje przebadaniem wszystkich słoików co każde kilka dni. Zakażenie może być zatem wyłapane na wczesnych etapach zanim będzie miało szansę się rozprzestrzenić. Szczególnie ważne jest wyeliminowanie kolonii niebieskich i zielonych bakterii, które są proszkowate (przyp. tłum. - autorowi chodziło tu zapewne o pleśnie).

Wszelkiego rodzaju zakażenia nie są dobre i wskazane jest natychmiastowe wyrzucanie każdej kultury uważanej za zakażoną. Choć grzybnia może współistnieć z niektórymi wolniej rosnącymi zakażeniami grzybowymi, wciąż najlepiej wyrzucić wszelkie zakażone kultury w celu uniknięcia rozprzestrzeniania tej plagi. Czyszczenie słoików powinno się robić jak najdalej od miejsca zaszczepiania i powinno być robione przez kogoś, kto nie jest zaangażowany w robienie sterylnych zaszczepień. Słoki, które były zakażone powinny być wymyte w silnym roztworze Chloroksu i wody, przed ponownym użyciem. Najlepszym sposobem poradzenia sobie z zakażeniem jest niedopuszczenie by osiedliło się na pierwszym miejscu, będąc niezwykle skrupulatnym odnośnie procedur sterylizacyjnych i inokulacyjnych. Zawsze upewnij się, że słoiki są wysterylizowane mokrym gorącem, nie suchym, pozwalając kłębowi pary nagromadzić się w szybkowarze przed zamknięciem kurka. Komora inokulacyjna, nawet jeśli jest tak prosta jak pudełko kartonowe z przeźroczystą folią z jednej strony, staje się prawie nieodzowna na tym etapie. Zawsze stosuj sterylne, niezakażone kultury agarowe na źródło zaszczepiania. Upewnij się, że powierzchnia robocza, i wnętrze komory do zaszczepiania, są dokładnie zdezynfekowane przed zaszczepianiem.

Ogólne środowisko pracy powinno być również utrzymywane w jak najczystszym i wolnym od kurzu stanie. Można użyć do tego elektrostatyczny oczyszczacz powietrza, lecz nie jest to niezbędne. Przed zaszczepianiem upewnij się również, że ręce i przedramiona są czyste, i jeśli to możliwe załóż lateksowe rękawiczki. Przed sięgnięciem do komory spryskaj ręce w rękawiczkach Lizolem w sprayu. Ostrożnie! Pamiętaj, że Lizol w sprayu jest łatwopalny. Do wykonania zaszczepień użyj wysterylizowanego skalpela, i upewnij się, że jest absolutnie czysty przy zaszczepianiu każdej partii. Nie zaszkodzi przetarcie go przedtem alkoholem. Pamiętaj aby przed wykonaniem każdego transferu dokładnie wypalić narzędzie nad płomieniem alkoholowym. Praktykuj robienie transferów tak szybko jak się da, tak by ani pojemnik zawierający zaszczepiacz, ani słoik nie były otwarte dłużej niż to konieczne. Wreszcie, bądź absolutnie bezwzględny w wyrzucaniu zakażonych kultur. Nic innego nie powinno być dopuszczane oprócz całkowitego przerośnięcia żyta przez śnieżnobiałą grzybnię. Jeśli rygorystycznie postępuje się zgodnie z tymi procedurami, niektóre kultury będą niewątpliwie nadal ulegały zakażeniu, lecz ich liczba może być ograniczona do minimum.

Krok IV - okrywanie i przekrywanie

Gdy jeden lub więcej słoików zostanie całkiem przerośnięty grzybnią, można przejść do czwartego kroku tego procesu, który prowadzi bezpośrednio do produkcji grzybów. W komercyjnej uprawie grzybów, krok ten zwany jest okrywaniem. W przedstawionej tu metodzie, okrywanie polega na usunięciu kopuły i opaski pokrywki ze słoika, i przykrycie powierzchni przerośniętego żyta około 1,5 cm do 2 cm (1/2 szklanki na litrowy słoik) wysterylizowanej gleby (Ryc. 40 & 41). Przed zastosowaniem, gleba powinna być wstępnie zwilżona do pojemności polowej. Najszybszym sposobem by to zrobić jest rozsypanie gleby na czystej płachcie folii i lekkie spryskanie jej dyszą natryskową węża ogrodowego. Dokładnie wymieszaj. Pojemność polową można oszacować dzięki następującej zasadzie: spryskaj glebę okrywową tylko tyle by cała była zwilżona, lecz żadna woda nie przelatywała przez glebę do grzybni. Innymi słowy, gleba dokładnie zwilżona, lecz nie nasycona. Jeśli gleba ma być sterylizowana, najpierw powinna być zwilżona. Po sterylizacji, może być ona wygodnie przechowywana w dwuwarstwowych foliowych torbach na śmieci, po tym jak ostygnie. Małe ilości gleby okrywowej mogą być zwilżone poprzez wrzucenie dwóch lub trzech litrów gleby okrywowej do dużej miski i nawilżenie jej spryskiwaczem pompkowym. Duża drewniana łyżka jest doskonała do zakrywania mokrych warstw gleby suchymi. Naprzemiennie spryskując glebę i rozmieszowując wilgoć po mieszance. Gdy gleba okrywowa ma jednolicie pociemniały kolor i zachowuje kształt po ściśnięciu, jest gotowa do użycia. Gdy jest już w słoiku, glebą powinno się potrząsnąć by ją wyrównać i ją trochę nawodnić drobną mgiełką ze spryskiwacza (Ryc. 42 & 43). Trzeba użyć drobnej mgiełki by uniknąć zaklejenia powierzchni gleby okrywowej.

Po zaaplikowaniu i zwilżeniu gleby okrywowej, pozbądź się pokrywek i trzymaj kultury w środowisku o wysokiej wilgotności. Doskonała do tego jest duża styropianowa chłodziarka z okienkiem wyciętym w pokrywie i przykryta przezroczystym lub półprzezroczystym polietylenem (Ryc. 17-20), a także szklane akwarium. Jeśli trzyma się słoiki w akwarium lub w pudłach styropianowych, ważne jest zwrócenie uwagi na właściwe napowietrzanie. Doświadczenie pokazało, że dzienny cykl traspiracji/parowania jest ważny jeśli chce się mieć energiczne owocnikowanie, zdrowe kultury. Utrzymanie właściwej równowagi wilgotności i tempa parowania w glebie okrywowej jest w rzeczywistości złożoną interakcją między temperaturą, napowietrzeniem i parowaniem. Jeśli albo temperatura albo napowietrzanie jest nadmierne, gleba wyschnie. Z drugiej strony, nie powinna być nasiąknięta wodą, i powinna być minimalna ilość ruchu powietrza ułatwiająca powolne, równe tempo parowania z gleby okrywowej. Z tego powodu zalecamy inkubowanie pudeł z częściowo lub całkowicie zdjętymi pokrywami po rozpoczęciu owocnikowania. Temperatura powinna być utrzymywana powyżej 21°C. Spryskuj codziennie kultury spryskiwaczem z drobną mgiełką, na tyle by uzupełnić wilgoć utraconą przez parowanie (Ryc. 44). Każdy okryty słoik wymaga 2-3 dobrych tryśnięć wodą na dzień by utrzymać stałe owocnikowanie. Nie przekrocz objętości polowej. Dobrym testem dobrej wilgotności jest to, że powierzchnia gleby powinna robić wrażenie wilgotnej i gąbczastej w dotyku. Pudła z nowookrytymi słoikami powinny być przechowywane w kolejności chronologicznej.

Nawadnianie staje się sprawą krytyczną na tym etapie. Jeśli w glebie okrywowej utrzymywany jest poprawny poziom wody, pierwszy rzut grzybów będzie normalny. Lecz jeśli dopuści się by słoiki stały się zbyt suche, wówczas pojawi się zabortowane owocnikowanie lub tworzenie wielu małych grzybów niezdolnych do dorośnięcia do pełnej dojrzałości. Przy właściwym nawadnianiu i właściwym napowietrzeniu, można wyhodować całkowicie normalne pierwsze rzuty. Jaka jest właściwa wilgotność? Generalną tendencją u początkujących hodowców zdaje się być trzymanie zbyt suchych słoików. Pamiętaj zawsze by użyć wstępnie nawilżonej gleby okrywowej. Upewnij się, że rozkład wilgotności jest jednolity. Po okryciu słoików zwilżoną wstępnie glebą, zwykle potrzebują one jedynie wody raz dziennie. Wyjątki mają miejsce w trakcie, i po okresach, intensywnego owocnikowania gdy potrzeba nieco więcej wody, lub podczas uroków suchej, gorącej pogody. Silne przeciągi, zwłaszcza ciepłe przeciągi od grzejników podłogowych, mogą bardzo szybko wysuszyć słoiki. Jeśli trzyma się słoiki na półkach, które są otwarte na otaczające pomieszczenie przez część dnia, wówczas szczególnie ważne jest powstrzymanie grzejników od bezpośredniego dmuchania na słoiki. Półki można obudować przeźroczystą folią poliuretanową w celu utrzymania wysokiej wilgotności i zminimalizowania zakażenia.

Innym ekstremum do unikania jest przewodnienie. Warstwa okrywowa powinna być utrzymywana wilgotną lecz nie przemoczoną. Wszelka widoczna woda, zbierająca się między żytem pokrytym grzybnią a ściankami słoika, wskazuje na przewodnienie i potencjalne zakażenie. Często jeśli takie słoiki pozostawi się bez opieki staną się żółtawe, wskazując na bardziej zaawansowane stadium zakażenia. Takie słoiki powinno się umieścić razem na półce - oddzielnie od innych słoików - i cała woda powinna być wstrzymana aż nadmiar wody w słoikach ustąpi całkowicie. Często, po powtórnym okryciu, słoiki takie zdają się wracać do równowagi, a owocnikowanie, choć opóźnione, jest normalne.

Ryc. 40 - Otwórz słoik i glebę gotową do okrywania.Ryc. 41 - Nakładana jest ½ szklanki gleby okrywowej.
Ryc. 42 - Gleba jest wstrząsana do jej wyrównania ...Ryc. 43 - ... następnie spryskiwana, przy użyciu drobnej mgiełki.

Ryc. 44 - Okryte słoiki spryskuj codziennie.Ryc. 45 - Grzybnia przerastająca przez glebę okrywową.

Ryc. 46 - Grzybnia wyrośnie również na powierzchnię.Ryc. 47 - 25 dni po okrywaniu, pojawiają się pierwsze grzyby.

Podczas następnych dwóch do trzech tygodni, grzybnia zacznie wrastać w glebę okrywową, przerastając ją tuż pod powierzchnią (Ryc. 45). Grzybnia może sporadycznie wyjść na wierzch gleby i zacząć rozprzestrzeniać się po powierzchni, i częścią zamysłu codziennego spryskiwania jest "powalanie" tego powierzchniowego rozwoju przy pomocy spryskiwacza (Ryc. 46). Nadmierny wzrost powierzchniowy, w którym grzybnia całkowicie porasta glebę okrywową i formuje grubą gąbczastą skorupę na powierzchni, jest wskazówką, że grzybnia potrzebuje powietrza, i że natychmiast powinna być zwiększona wentylacja. Jeśli niedowodnisz słoików, ta powierzchniowa grzybnia zmieni z pragnienia kolor na niebieski. W miarę wrastania grzybni w glebę okrywową, zacznie ona tworzyć postać sieci ze sznurowych splotów widocznych na powierzchni gleby i szkła. Sieć ta stopniowo zyskuje coraz więcej przecinających się węzłów, i 14 do 20 dnia po okrywaniu, węzły te zróżnicują się w maleńkie białe kropki rozmieszczone na glebie okrywowej po obwodzie słoika. Te kropki to zaczątki młodych grzybów; stopniowo się powiększają i zawierają więcej grzybni, powoli nabierając wyglądu małych grzybów z krępymi, grubymi trzonami i ciemnymi, brązowawymi łebkami. Jest to stadium "pinowe" w rozwoju grzyba a primordia na tym etapie mają około 1-2 mm długości. Piny te powiększają się i niektóre zaczną wypychać się nad powierzchnię gleby okrywającej, zarówno po bokach jak i w środku słoika. Gdy młode grzyby przerosną powierzchnię gleby okrywowej, potrzeba im kolejne pięć do dziesięciu dni by osiągnąć pełną dojrzałość. Dojrzałe grzyby mogą mieć 5 do 25 cm wysokości i kapelusze wahające się od 2 do 8 cm średnicy (Ryc. 47 & 48). Stwierdziliśmy również, że grzyby te pozytywnie reagują na światło, i że codzienny cykl 13 godzin światła jarzeniowego lub Grow-lux daje grzyby o większych kapeluszach i krótszych trzonach niż te, które uprawiane są bez żadnego specjalnego oświetlenia. Umieszczanie kultur w bezpośrednim świetle słonecznym przez przedłużone okresy nie jest jednak prawdopodobnie wskazane. Choć wiele grzybów urośnie do pełnej wielkości, w przybliżeniu równa ilość wyrośnie do około połowy wielkości lub mniej a następnie przestanie rosnąć; te "aborty" wciąż można zerwać, ususzyć i wykorzystać, choć nie są tak atrakcyjne estetycznie jak w pełni dojrzałe okazy. Dzięki praktyce można nauczyć się dostrzegać aborty wcześnie i usuwać je z kultur. Zabortowane grzyby pozostawione w kulturach są podatne na atak bakterii, które szybko czynią je zarówno brzydkimi jak i bezużytecznymi.

Nadmierne ilości abortów są kolejną wskazówką nieodpowiedniego napowietrzenia. Jeśli słoiki są inkubowane w styropianowych pudłach lub w akwariach, istnieje możliwość nagromadzenia się dwutlenku węgla w przestrzeni powietrznej nad glebą okrywową. Zahamuje to owocnikowanie i/lub uniemożliwi owocnikom osiągnięcie dojrzałości. Jeśli tak się stanie, zwiększ napowietrzanie pozostawiając zdjęte pokrywy z pudełka, lub używając małego wentylatora by zwiększyć ruch powietrza nad powierzchnią słoika. Jednak uważaj by nie przewietrzyć nadmiernie; zbyt szybkie tempo parowania sprawi, że gleba okrywowa wyschnie.

Sporadycznie, primordia grzybowe utworzą się na dole przy spodzie słoika i dorosną do dojrzałości lecz nie przebiją powierzchni gleby okrywowej. Można nieco zahamować ten efekt owijając słoiki cynfolią po sam wierzch gleby okrywowej (Ryc. 45). Ten efekt tworzenia i rozwoju primordii przy spodzie słoika jest normalnie widoczny podczas najwcześniejszych "rzutów" grzybowych. Po pierwszym rzucie, słoiki są ponownie okrywane dla każdego kolejnego rzutu (patrz niżej). Uważamy, że ponowne okrycie w znacznym stopniu wyeliminuje ten problem dla wszystkich rzutów oprócz pierwszego.

Stwierdzono, że różne typy gleb okrywowych skutecznie sprzyjają owocnikowaniu. My zauważyliśmy, że jedną z najlepszych jest następująca mieszanka:

7,5 litra mchu torfowca
3,5 litra drobnego wermikulitu
4 litry przepłukanego drobnego piasku
2 litry węglanu wapnia (drobno pokruszone muszle ostryg)

Sproszkowana muszla ostrygi jest sprzedawana jako dodatek paszowy przez wiele firm paszowych. Węglan wapnia jest opcjonalnym składnikiem i może być pominięty bez istotnego wpływu na owocnikowanie. Jednak powinno się go dodać, jeśli jest dostępny, by zbuforować glebę i zapobiec by nie stała się zbyt kwaśna. Czynnik ten może przyczynić się do rozwoju zakażeń na powierzchni gleby okrywowej, a węglan wapnia może to zahamować lub temu zapobiegać. Z tego samego powodu, można też chcieć nawadniać sporadycznie nasyconym roztworem węglanu wapnia. Stwierdziliśmy także, że zadziała mieszanka jednej części miki-torfu (mieszanka 50/50 wermikulit-mech torfowiec) na jedną część gleby kwiatowej.

Zazwyczaj zalecana jest sterylizacja gleby okrywowej, lecz przekonaliśmy się, że nie jest konieczna gdy stosowane były względnie sterylne materiały pakowane komercyjnie. Jeśli chcesz, możesz wysterylizować glebę okrywową przed użyciem, przy ciśnieniu 15-20 funtów przez 30 minut. Wpierw powinna być ona namoczona do pojemności polowej. Gleba okrywowa może być przechowywana przez czas nieokreślony w szczelnie zamkniętym, dużym, szklanym słoju, lub w torbie na śmieci z polietylenu. Jeśli stosowany jest szklany słój, może być wysterylizowany z glebą okrywową w środku. Pamiętaj aby poluzować pokrywkę przed sterylizacją. Po pierwszym rzucie grzybów, gleba i blok zboża pokryty grzybnią nieco się skurczą, pozostawiając przestrzeń między grzybnią a ściankami słoika. Kiedy stan ten zostanie zauważony, to czas na ponowne okrywanie. Ponowne okrywanie znacznie wydłuży życie i zdolność do owocnikowania twoich słoików. Jest to prosta procedura, która obejmuje użycie czystego widelca (jednego na słoik, gdyż w ten sposób zakażenia nie rozniosą się ze słoika na słoik) do zdrapania całej starej gleby okrywowej i zabortowanych grzybów rosnących do dołu wzdłuż ścianek słoika. Następnie, stosując świeżą glebę okrywową namoczoną wstępnie jak poprzednio, pokryj blok grzybni i użyj widelca by wrzucić świeżą glebę okrywową po bokach słoika wokół bloku a także przykryj wierzch. Po takim potraktowaniu, twoim słoikom potrzeba około dwóch tygodni by wróciły do życia, lecz wówczas wydadzą najlepsze owocnikowanie, wytwarzając kiście dużych karpoforów i zachowując się jakby ta procedura ponownego okrywania uczyniła je odporniejszymi na zakażenie.

Zamiast aplikować glebę okrywową na żyto pokryte grzybnią w słoikach, jak opisano na poprzednich stronach, możliwe jest przyjęcie nieco innego podejścia na robienie okrytych kultur. Kroki związane z tą metodą są pokrótce opisane poniżej. Podstawową ideę tej metody zasugerował nam przyjaciel, Paul Kroeger, a jego wkład jest uznawany z wdzięcznością. Aby zastosować tę metodę, zaczyna się od wyhodowania grzybni na życie w słoikach wekowych w dokładnie ten sam sposób jak opisano powyżej dla metody z okrywanymi słoikami. Można użyć plastikowych tacek, szklanych rynienek do pieczenia, lub można zrobić styropianowe pudło z okienkiem z przeźroczystego plastiku w pokrywie jak opisano powyżej (Ryc. 17-20). Wysterylizuj dokładnie powierzchnię wewnętrzną tacki lub pudła przecierając ją 25% roztworem Chloroksu a następnie spryskaj Lizolem. Przykryj dno pojemnika warstwą perlitu o grubości 2-2,5 cm lub mieszanką 1:1 wermikulitu i gleby okrywowej. Wyhoduj grzybnię na podłożu żytnim w słoikach wekowych aż będą w pełni przerośnięte i gotowe do okrycia. Jednak zamiast na tym etapie okrywać, wstrząśnij ponownie słoikami. Blok grzybni będzie ciasno spleciony i może wymagać trochę dodatkowego wysiłku by poluzować wstrząsaniem. Po wstrząśnięciu, opróżnij zawarość kilku słoików do pojemnika by utworzyć warstwę żytniego "zaszczepiacza" o grubości około 2-4 cm.

Ilość słoików potrzebnych by to zrobić będzie się różnić w zależności od rozmiaru pojemnika, lecz zazwyczaj wystarczy między pięcioma a dziesięcioma słoikami. Przykryj warstwę żyta drugą warstwą nawilżonej gleby okrywowej, do głębokości 2-4 cm. Stworzyło się tym samym w pojemniku trzywarstwowy układ "kanapkowy": Perlit lub wermikulit-gleba okrywowa tworzy warstwę dolną i zapewnia drenaż; druga, warstwa żyta i grzybni stanowi odżywczy substrat dla grzybni; najwyższa, warstwa okrywowa chroni grzybnię przed odwodnieniem lub zaatakowaniem przez zakażenia, a także nakłania grzybnię do owocnikowania. Po zrobieniu warstw, utrzymuj pojemnik w wilgotnym otoczeniu i w temperaturze jak najbliższej 21°C. Stosując pudła styropianowe, trzymaj na nich pokrywę przez pierwsze dwa tygodnie po okrywaniu. Ponieważ gleba jest wilgotna a grzybnia wytwarza wodę przy respiracji, wilgotność w pudle będzie wysoka (w rzeczywistości, na przeźroczystej pokrywie będzie zazwyczaj widoczne skraplanie) i dlatego podczas tego etapu nie powinno się spryskiwać, lub spryskiwać tylko lekko i rzadko.

Dwa tygodnie po okrywaniu, lub około tydzień przed rozpoczęciem owocnikowania, powinno się zdjąć pokrywy aby zapobiec akumulacji dwutlenku węgla w pojemnikach. Po zdjęciu pokryw można zacząć codzienne nawadnianie drobną mgiełką. Grzybnia będzie kontynuować wrastanie w glebę okrywową. Owocnikowanie, zarówno po bokach jak i w środku pojemnika, rozpocznie się 21-30 dni po okrywaniu. Kultura w pudle lub na tacce zaowocnikuje obficie, wydając wiele wiązek idealnie dużych karpoforów na różnych etapach dojrzałości na całej powierzchni gleby okrywowej. Gdy wiązki te zostaną zerwane, dołki powstałe w glebie okrywowej powinno się zatkać świeżą glebą okrywową. Powtórne okrycie, które opisano dla słoików, nie jest konieczne przy tej metodzie. Kultury pojemnikowe ulegają zazwyczaj zniszczeniu przez zakażenia (zazwyczaj zieloną pleśń, która pokazuje się na powierzchni gleby okrywowej) o wiele szybciej niż słoiki. Pojemniki owocnikują przez 30 do 40 dni w przeciwieństwie do 60 do 80 dni dla słoików, lecz rzuty wytwarzane w tym czasie są tak obfite, że całkowity plon łączny dla tacek i słoików jest porównywalny (około 10 gram suchej masy grzyba na każde 100 gram suchej masy żyta).


Gdy twoje kultury ugruntują się dobrze w dorosłej fazie owocnikowania, dobrym pomysłem jest skierowanie uwagi na nową klasę potencjalnych szkodników i nośników zakażeń. Są nią owady, zwłaszcza muchy i roztocza. Najlepszym sposobem kontrolowania much jest trzymanie kultur w pomieszczeniu z przesłoną, której muchy nie są w stanie pokonać. Nawet w najszczelniej zamkniętym otoczeniu pojawiają się sporadycznie muchy. Dlatego dobrym pomysłem jest użycie w miejscu uprawy, wolno działającego owadobójcy typu parującego, takiego jak "No-Pest Strip". Zazwyczaj to już całe potrzebne zabezpieczenie przed muchami. Roztocza są wytrzymalszymi i trudniejszymi szkodnikami do kontroli. Podejściem komercyjnych hodowców grzybów przy kontroli roztoczy jest ogromne poleganie na stosowaniu insektycydów. Lecz uważamy, że stosowanie insektycydów do Stropharia cubensis powinno być podejmowane tylko w ostateczności.

Prawdziwym kluczem do kontroli roztoczy jest wczesne wykrycie. Dlatego, starannie sprawdzaj słoiki. Roztocza są aktywne w sposób najbardziej widoczny w środku i późnym popołudniem, i zazwyczaj są najpierw zauważane wędrujące po gładkiej obręczy słoika. Są one maleńkimi plamkami, różniącymi się od drobin materiału okrywy tylko tym, że się ruszają. Słoiki z roztoczami powinny być natychmiast odizolowane, lub najlepiej całkowicie usunięte z miejsca uprawy. Po wykryciu roztoczy, hodowca musi przejść w stan pełnej czujności i sprawdzać słoiki codziennie by zobaczyć czy plaga się rozprzestrzenia. Najlepszym krokiem jest usunięcie zarażonych słoików. Następnym najlepszym krokiem jest spryskanie tylko zarażonych słoików roztworem Malationu o połowie mocy. Malation, choć jest klątwą dla antyinsektycydowych purystów, to jest jednym z najmniej toksycznych i ulegającym najszybszej degradacji, komercyjnych środków owadobójczych. Nie powinien być jednak stosowany na kulturach w ciągu 6 dni owocnikowania. Pod żadnym warunkiem nie powinno się stosować do kultur roztoczobójczego Keldanu. Keldan jest ŚMIERCIONOŚNY dla Stropharia cubensis.

Krok V - zbieranie, konserwowanie, i dozowanie

Gdy grzyb dojrzewa do pełnej wielkości, kapelusz powiększa się i staje bardziej kulisty. Blaszki będą na początku pokryte płatem tkanki, zwanym zasnówką, która łączy krawędź kapelusza z trzonem. Gdy kapelusz się powiększy, zasnówka ta odłączy się od krawędzi kapelusza by utworzyć pierścień, lub obręcz pękniętej tkanki zasnówki, na trzonie. Grzyba można zebrać jak tylko nastąpi pęknięcie zasnówki. Jednak jeśli ma być zebrany odcisk zarodników, grzybowi powinno się dać rozpłaszczyć w kształt parasolki przed zebraniem.

Świeżo zebrane grzyby można zjeść na świeżo, lub można wysuszyć i zamknąć w plastikowych torebkach w celu zachowania. Skonstruowanie małej gablotki do suszenia z mazonitu lub sklejki to prosta sprawa. Składa się ona głównie z drewnianej skrzynki z drzwiczkami na zawiasach na froncie i dwóch lub więcej ekranów lub drucianych półek, które mogą się wysuwać i wsuwać. Na spodzie można zamontować 150-200 watową żarówkę elektryczną jako źródło ciepła. Stwierdziliśmy, że tego rodzaju gablota do suszenia jest całkiem stosowna i bezproblemowa. Wytwarza ona równomierne ciepło mające około 50°C i równo wysuszy całkowicie duże, grubotrzonowe grzyby w ciągu 48 godzin; mniejsze grzyby schną w tej gablocie 24 godziny. Mogą być suszone w piekarniku gazowym na małym gazie (60°C lub mniej) przez 6-10 godzin (Ryc. 49 & 50). Mogą być również suszone pod lampą grzewczą, na siatce nad wylotem ogrzewania, lub w małym elektrycznym odwadniaczu żywności. Grzyby są w pełni wysuszone gdy są twarde w dotyku, jak krakersy, bez żadnej gąbczastości (Ryc. 51).

Grzyby, które wysuszono w zbyt wysokiej temperaturze, staną się brązowe i bardzo gorzkie w smaku. Grzyby takie są znacznie mniej psychoaktywne. By zachować maksymalną moc, suszone grzyby powinno się zamknąć w pięciogramowych porcjach w torebkach foliowych, z których usunięto powietrze (Ryc. 52-54), a te z kolei umieszczone w szczelnie zamkniętym naczyniu szklanym lub innym wilgocioszczelnym pojemniku, i zamrożone. Przekonaliśmy się, że polipropylenowe torby do gotowania, stosowane do przechowywania i przygotowywania żywności są doskonałe do przechowywania suszonych grzybów. Rolki materiału do pakowania i elektryczne zgrzewarki stosowane do uszczelniania są sprzedawane komercyjnie w domach towarowych pod nazwą handlową "Seal-A-Meal" i "Seal & Save". Suszone grzyby pozostawione na otwartym powietrzu szybko tracą moc. Świeże grzyby nie powinny być mrożone bez ich wstępnego wysuszenia, gdyż zamrożenie ich w tym stanie zmieni je w czarną, lepką masę. Jednakże, świeże grzyby, można przechowywać w foliowej torebce w szufladzie na warzywa w lodówce przez około tydzień do dziesięciu dni. Świeże grzyby, które są starsze powinny być albo zjedzone albo wysuszone aby zapobiec zepsuciu.

Suszone grzyby zawierają od 0,2 do 0,4 procenta psilocybiny (Schultes, et al., 1973) wagowo. Poinformowano, że niektóre odmiany Stropharia cubensis zawierają aż 0,5% psilocybiny (Wasson & Heim, 1959, str. 260). Psylocyna jest obecna tylko w śladowych ilościach. Dawka około 10-12 miligramów psilocybiny, lub około 5 g suszonych grzybów, lub 50 g świeżych, wystarczy do ukazania pełnego spektrum efektów halucynogennych u dorosłego ważącego 70 kg. Efekty te obejmują halucynacje wzrokowe i słuchowe, skrajną wesołość, zniekształcenia postrzegania czasu i przestrzeni, oraz poczucie emocjonalnego odłączenia od otoczenia. Mniej wyraźne efekty można wykryć już przy dawkach tak niskich jak 2 mg, czyli około 1-2 suszone grzyby. Świeże grzyby zdają się być nieco silniejsze niż suszone. Psilocybina jest jednym z najmniej toksycznych halucynogenów. Pełną, efektywną dawką jest 12 mg, podczas gdy meskalina, w porównaniu, ma minimalną efektywną dawkę 200 mg dla średniej wielkości dorosłego, a toksyczność 2,5 razy taką co psilocybina (Aboul-Enein, 1974).

Ryc. 48 - Przy zbieraniu chwytaj mocno trzony.Ryc. 49 - Usuń ziemię ze spodów trzonów.

Ryc. 50 - Grzyby gotowe do suszenia w piekarniku.Ryc. 51 - Wysuszone grzyby są ważone.

Ryc. 52 - Są umieszczane w plastikowych torbach.Ryc. 53 - Torby są zgrzewane zgrzewarką do toreb.

Stan umysłu wywoływany pełną dawką grzybów to euforia i spokojna klarowność, bez utraty spójności lub jasności myślenia. Halucynacje widziane przy zamkniętych oczach są kolorowe, mają twarde krawędzie, i są wysoce artykułowane, i mogą wahać się od abstrakcyjnych form geometrycznych do wizji fantastycznych krajobrazów i architektonicznych widoków. Halucynacje te są najintensywniejsze gdy grzyby są przyjmowane w otoczeniu preferowanym przez Mazateków: w środku nocy w zupełnej ciemności. Z drugiej strony, jeśli ktoś jest w otoczeniu przyrody i skupia zmysły na otoczeniu zewnętrznym, odkrywa, że zmysły wydają się wprowadzone w najwyższe natężenie wrażliwości, i słyszy, wącha i widzi rzeczy z jasnością i wrażliwością, rzadko, jeśli kiedykolwiek wcześniej, doświadczaną. Chociaż powinno być jasne dla każdego, kto doczytał aż dotąd, że uprawa tych grzybów jest przedsięwzięciem wymagającym czasu, cierpliwości, troski i pokory, oraz obfitującym we własne specyficzne problemy, uważamy, że ten kto raz weźmie te cudowne dary natury i doświadczy podniosłej świadomości, którą mogą wywołać, zgodzi się z nami, że związany z tym wysiłek daje hojną nagrodę samą w sobie.

Ryc. 54 - Świeże grzyby i ususzone gotowe do mrożenia.

Posłowie

Około sześćdziesiąt dni po rozpoczęciu izolacji zarodników, możliwy będzie pierwszy plon z twoich napełnionych żytem słoików. Uprawa grzybów jest jak alchemia, pod tym względem, że istnieje podział pracy na wysiłek praktyczny i wizjonerską nagrodę. Organiczna psilocybina w grzybie jest cechą kontrolowaną przez bardzo stabilne i starodawne geny Stropharia. Ty, jako propagator i duchowy przyjaciel grzyba, możesz stworzyć głęboką relację z grzybniowym sprzymierzeńcem i raz za razem daleko podróżować po jego wizjonerskich realiach jeśli będziesz przestrzegać kilku prostych zasad. Łatwo nabyć tolerancję na psilocybinę jeśli tripy robi się częściej niż raz w tygodniu. Jeśli nabędzie się tolerancję, można ją obejść albo poprzez podniesienie dawki albo odpoczęcie przez kilka tygodni by ciało odzyskało równowagę. Zalecamy jednak ten drugi krok, nawet jeśli toksyczność psilocybiny jest tak niska, że zwiększenie dawki jest uzasadnionym krokiem alternatywnym.

Nasz mały podręcznik teraz się kończy. Porady od tego momentu mogą dochodzić tylko ogólnikowo. Bierz grzyby, które wyhodowałeś, bierz je w ciemności tak jak Indianie z Meksyku, którzy stosowali je przez wieki. Pal dużo swego ulubionego haszu by zsynergizować i wydłużyć halucynacje pod powiekami. Psilocybina jest światłem rzucającym iluminację na krajobraz zarówno wewnątrz jak i na zewnątrz umysłu i ciała istot ludzkich a uprzednio dla nich niewidzialnym. Eksploracja tego przepastnego regionu przez osoby, których ekwipunek psychiczny pochodzi ze współczesnego Zachodu dopiero się zaczęła. Minęła tylko chwila od kiedy nasza kultura ponownie odkryła, dzięki pracy Wassona i innych, starożytny i niezgłębiony związek między grzybami powodującymi wizję a naszym własnym dziwnie utalentowanym gatunkiem. Jesteś pionierem w świecie, którego przyszłość jest nieokreślona i którego organizmy żywe są pełne osobliwości i surrealistycznej transformującej obietnicy.

Malunek naskalny z Płaskowyżu Tassili, Południowa Algieria, około 3500 p.n.e.

Tabela przeliczeniowa

Ta tabela przeliczeniowa uwzględniona jest dla tych, którzy mogą nie mieć wag lub innego wyposażenia do wykonania dokładnych pomiarów wymaganych składników. Choć zawsze należy próbować odmierzyć składniki jak najdokładniej, a zakup niedrogiej wagi i wyskalowanego cylindra jest wart zachodu, tabela ta może być użyteczna w przybliżaniu pomiarów i obliczaniu objętości jeśli wyposażenie to jest niedostępne.

160 ml suchego żyta waży około 150 gram, ⅔ szklanki
2 g sproszkowanych muszli ostryg to ½ płaskiej łyżeczki
1 g ekstraktu drożdżowego to ½ płaskiej łyżeczki
1 g agaru Difco to 1 nieznacznie ubite ½ płaskiej łyżeczki
1 litr (1000 ml) = 1 kwarta (1,057 kwarty)
1 torebka (typu Glad) waży 1,5 g

Chronologia grzybów psilocybowych*

Opracowane przez Irimias the Obscure & O.T. Oss

* "Psilocybowy" w tym kontekście oznacza grzyb zawierający psilocybinę.

ok. 3500 p.n.e. Na powierzchniach skalnych Płaskowyżu Tassili w Południowej Algierii zostają namalowane freski tańczących szamanów trzymających grzyby w obecności białego bydła.**

** Specjalne podziękowania dla J. Ginsberg z Boulder w Kolorado, który pierwszy zauważył znaczenie fresków z Tassili dla etnomikologii.

ok. 2500 p.n.e. Do Indii wkraczają ludy aryjskie stosujące halucynogenny grzyb jako centralną część swej religii. Wasson argumentował za Amanita muscaria jako tożsamością tajemniczej Somy. Kwestia pozostaje otwarta. Równie dobrze źródłem Somy mógł być grzyb psilocybowy.

ok. 1100-400 p.n.e. Obrzędy Misteriów Eleuzyjskich wykorzystujące zasporyszowane żyto (Wasson) lub grzyby psilocybowe (Graves) skupiają mistyczne aspiracje Świata Starożytnego.

300-500 p.n.e. W drugiej połowie tego stulecia, w Gwatemali wyżynnej zostały odnalezione "kamienie grzyby" datowane co najmniej aż na rok 300-500 p.n.e.

ok. 300 n.e. W centralnym Meksyku znaleziono freski z zarysami grzybów, wskazujące na istnienie w tym czasie kultu grzybowego.

387 n.e. Św. Augustyn, dawniej zwolennik Maniego, potępia Manichejczyków za jedzenie grzybów.

1502 n.e. Grzyby psilocybowe były serwowane na święcie koronacyjnym Moctezumy II i zostały użyte rekreacyjnie.

1547-1569 Fray Bernadino de Sahugun, hiszpański kleryk, napisał Historia de las Cosas de Nueva Espana (znane również jako Florentine Codex) który odnosi się do "nanácatl" (= teonanácatl = ciało bogów = grzyb psilocybowy). Sahugun twierdzi, że grzyby "są szkodliwe i upajają jak wino". Ponadto, ci, którzy zażywają "widzą wizje, czują omdlenie serca i są prowokowani do żądzy".

1651 Dr Francisco Hernández, hiszpański lekarz studiujący medycynę ziołową Indian Ameryki Centralnej odnotował trzy rodzaje grzybów, które były czczone przez meksykańskich tubylców. Sprawozdał on, że ich spożycie powodowało "nie śmierć lecz szaleństwo, które okazyjnie jest stałe, którego objawem jest rodzaj niekontrolowanego śmiechu... są one głęboko żółte, cierpkie, i o nie drażniącej świeżości. Są znowu inne, które nie powodując śmiechu, wywołują przed oczyma wszelkiego rodzaju rzeczy, takie jak wojny i podobizny demonów. Jeszcze inne są nie mniej pożądane przez książęta na ich festiwale i bankiety, i te osiągają wysoką cenę. Przy całonocnych czuwaniach są one szukane, niesamowite i przerażające. Ten rodzaj jest śniady i nieco cierpki."

1895 John Uri Lloyd publikuje swą powieść fantasy Etidorpha, w której wyjaśnia, że on i jego brat mikolog, Curtis Gates Lloyd byli świadomi halucynogennych właściwości grzybów innych niż Amanita muscaria. Lloydowie postanowili nie publikować szczegółów botanicznych swych odkryć.

1906 Stropharia cubensis zostaje opisany przez Earle w kubańskim dzienniku agronomicznym.

1914 A.E. Merrill z Uniwersytetu Yale wydał pracę w Science opisującą halucynogenne efekty po spożyciu Panaeolus papilionaceus z Hrabstwa Oxford w Maine. Choć identyfikacja tego grzyba może być błędna, opisane efekty są bardzo prawdopodobnie spowodowane psilocybiną i psylocyną. Dalej, artykuł opisuje różne reakcje na ten halucynogenny grzyb, który jest porównywany w tym tekście do haszyszu i pejotlu.

1915 Amerykański botanik William E. Safford próbował zidentyfikować teonanácatl Azteków. Twierdził, że święte grzyby nigdy nie istniały, i że teonanácatl, o których mówili szesnastowieczni kronikarze hiszpańscy było w rzeczywistości suszonymi pączkami pejotlu. Teoria Safforda była szeroko akceptowana przez społeczność naukową przez następne trzy dekady.

1919 Dr Blas P. Reko, który prowadził rozległe prace antropologiczne i botaniczne w Meksyku przez ponad 25 lat, opublikował artykuł w meksykańskim czasopiśmie antropologicznym twierdząc, że nanácatl (= teonanácatl) był grzybem halucynogennym. Jednak niektóre z wcześniejszych prac Reko były w błędzie i niniejszy raport został pominięty.

1923 W liście do Muzeum Narodowego USA, dr Reko oświadczył, że teonanácatl "jest w rzeczywistości, jak twierdzi Sahagun, grzybem, który rośnie na stertach łajna, i który wciąż jest stosowany pod tą samą, starą nazwą przez Indian z Sierra Juarez w Oaxaca w ich świętach religijnych".

1936 Victor A. Reko (brat B.P.'a) wydaje Magischt Gifte. Tam, błędnie sugeruje, że teonanácatl mógł być gatunkiem Amanita.

1936 Inż. Roberto J. Weitlaner uzyskał trochę teonanácatl w Oaxaca. Był on pierwszym białym człowiekiem w czasach współczesnych, który to zrobił. Wysłał te okazy do B.P. Reko, który wysłał je do Harvarda, gdzie dotarły w stanie rozłożonym i w ten sposób uniknęły identyfikacji.

1938 Córka Weitlanera, Irmgard, wraz z antropologiem Jean Basset Johnson i dwoma innymi osobami wzięli udział w obrzędzie grzybowym w Huautla, w Oaxaca. Byli to pierwsi biali, którzy wzięli udział w ceremonii grzybowej.

1938 Botanik Harvarda R.E. Schultes odbył podróż do Oaxaca i uzyskał od rdzennych informatorów dwa okazy z dwóch różnych rodzajów: Panaeolus campanulatus var. sphinctrinus, oraz Stropharia cubensis. W swoich notatkach terenowych, opisał on trzeci okaz: Psilocybe caerulescens var. mazatecorum.

1952-53 R. Gordon Wasson i jego żona Walentyna dowiedzieli się o istnieniu grzybowego kultu w środkowym Meksyku. Ta ambitna para postanowiła udowodnić teorię, że religia pochodzi bezpośrednio od stosowania roślin halucynogennych. Wassonowie udali się do Meksyku i zostali zaprowadzeni przez inż. Roberto J. Weitlanera do górskiej wioski Huautla de Jiménez w Oaxaca.

1955 R.G. Wasson i Allan Richardson stali się pierwszymi dwoma Amerykanami, którzy wzięli udział w rytuale grzybowym i spożyli grzyby. Grzyby wzięto pod nadzorem Marii Sabiny, mazateckiej curandera. W 1957, wieści o tym rytuale dotarły do świata w artykułach w kilku popularnych magazynach i w książce Wassona "Grzyby, Rosja, i Historia" (Mushrooms, Russia, and History).

1956 Wasson zaprosił Rogera Heima, francuskiego mikologa, do Oaxaca by zbadać stosowanie świętych grzybów. Heim zidentyfikował czternaście gatunków i kilka podgatunków należących do trzech rodzajów, Psilocybe, Stropharia, i Conocybe. Kilka z tych gatunków było nowych dla mikologii, lecz przez wieki były wykorzystywane przez tubylców jako halucynogeny.

1957 Mikolog dr Rolf Singer oraz dwóch młodych meksykańskich botaników M.A. Palacios i Gastón Guzmán, przybyli do Oaxaca by wykonać pracę taksonomiczną na grzybach.

1958 Dr Albert Hofmann, chemik Sandoza z Bazylei w Szwajcarii, wyizolował dwie substancje czynne i nazwał je psilocybina i psylocyna po nazwie rodzaju Psilocybe.

1960 Podczas wakacji w Cuernavaca, w Meksyku, harwardzki psycholog Timothy Leary zjadł dawkę grzybów. Później napisał "... była to klasyczna podróż wizjonerska i wróciłem zmienionym człowiekiem ... Nigdy nie jesteś taki sam, gdy mignie ci przebłysk komórkowego tunelu czasu. Nigdy nie jesteś taki sam, gdy ściągniesz zasłonę."

1960 Dr Leary i współpracownik, dr Richard Alpert, uzyskali zapas syntetycznej psilocybiny z Sandoza do użytku w eksperymencie z więźniami w Więzieniu Stanowym Concord, w Massachusetts. Wstępne wyniki były bardzo obiecujące: więźniowie wypuszczeni po doświadczeniu z psilocybiną zdawali się być z mniejszym prawdopodobieństwem ponownie aresztowani i powracać za naruszenie zwolnienia warunkowego niż inni warunkowo zwolnieni.

1960 Aldous Huxley spożył 10 mg psilocybiny w grupie pod nadzorem Timothy Leary'ego. Huxley "siedział w całkowicie kontemplacyjnym spokoju; sporadycznie tworzył stosowne fraszki; sprawozdał doświadczenie jako budujące doznanie filozoficzne."

ok. 1965-66 Paranoidalne legislatury ustanowiły prawo przeciwko sprzedaży, wytwarzaniu, i posiadaniu LSD, meskaliny oraz psilocybiny przekonani przez histeryczną prasę. Legislatura Stanu Nowy Jork odroczyła wysłuchanie jednego projektu ustawy by zdelegalizować halucynogeny do czasu przegłosowania i uchwalenia tego prawa!

1966 W tym czasie, stworzono kilka nielegalnych laboratoriów do wytwarzania halucynogenów w reakcji na rosnące zapotrzebowanie użytkowników.

1967 Zareagowawszy na fałszywe opowieści o ciężkim uszkodzeniu chromosomu przez stosowanie LSD, użytkownicy zaczęli domagać się dragów organicznych, takich jak psilocybina i meskalina. W porównaniu do LSD, halucynogeny takie są relatywnie drogie do wytworzenia. Wielu niegodziwych dilerów sprzedawało LSD jako psilocybinę. Większość tabletkowanej lub kapsułkowanej psilocybiny na ulicy od 1966-75 było faktycznie LSD, lub LSD ścieniowanym PCP.

1970 Został wydany klucz do Północnoamerykańskich Grzybów Psilocybinowych przez Leonarda Enosa w Kalifornii. Ten słabo ilustrowany lecz dobrze napisany poradnik, instruował laików gdzie, kiedy i jak uzyskać grzyby psilocybowe w naturze. Książka zawierała również instrukcje uprawy grzybni na agarze.

1971 Ze względu na popularne zapotrzebowanie na dragi organiczne, pozbawieni skrupułów dilerzy zaczęli grzyby komercyjne zaprawiać LSD i sprzedawać je jako grzyby psilocybowe. Te pozorne grzyby psilocybowe pojawiły się na ulicznym rynku dragowym dopiero w 1975 i mogły być odróżnione od większości grzybów psilocybowych tym, że (a) nie niebieszczyły, i (b) ich efekty trwały o wiele dłużej niż 4 do 7 godzin charakterystycznych dla psilocybiny.

1975 Pierwsze żywe kultury Stropharia cubensis zaobserwowano w ograniczonej liczbie na rynku podziemnym.

1975 Oss i Oeric (w tym tomie) odważnie ryzykując wyśmianiem, stali się pierwszymi, którzy zasugerowali pozaziemskie pochodzenie Stropharia cubensis.

1976 Technologia opracowana przez autorów (Oss & Oeric, 1976) zostaje uwolniona na świat. Nielegalny handel halucynogenami rozpada się przez decentralizację spowodowaną nagminną uprawą domową Stropharia. Inwazja grzybów halucynogennych na Amerykę Północną trwa, prowadząc niebawem do metamorfozy istot ludzkich w gatunek symbiotyczny.

1981 Sprzedano ponad sto tysięcy kopii Psilocybin: Magic Mushroom Grower's Guide. Rozkwitają także liczne imitacje, w przybliżeniu pięć tysięcy północnoamerykańskich hodowców grzybów działa z miłością i poświęceniem by wytworzyć psilocybinę, wyborowy halucynogen w wysoko stechnicyzowanym społeczeństwie.

1984 Heterodoksyjni Hindusi bengalscy obwieszczają zidentyfikowanie wedyjskiego intoksykantu Somy jako grzyba psilocybowego, Stropharia cubensis. Zaczęła się reforma hinduizmu skoncentrowana wokół odzyskania sześciotysiącletniego obrzędu Somy.

Bibliografia

  1. Aboul-Enein, Hassan Y. "Psilocybin: A Pharmacological Profile." Am. J. Pharm., May-June, 1974: 91-95.
  2. Ames, R.W. "The Influence of Temperature on Mycelial Growth of Psilocybe, Panaeolus, and Copelandia." Mycopath. et Mycol. Appl. 9:268-274 (1958).
  3. Benedict, R.G., V .E. Tyler, & R. Watling. "Blueing in Conocybe. Psilocybe and a Stropharia Species and the Detection of Psilocybin." Lloydia 30 (2): 150-157 (1967).
  4. Bocks, S.M. "The Oxidation of Psilocin by p-Diphenol Oxidase (Laccase)." Phytochemistry 6: 629-31 (1967).
  5. Catalfomo, P., & V.E. Tyler. "The Production of Psilocybin in Submerged Culture by Psilocybe cubensis." Lloydia 27 (1): 53-63 (1984).
  6. Chang, S.T. & W.A. Hayes, The Biology and Cultivation of Edible Mushrooms. Academic Press, New York, 1978.
  7. Enos, Leonard. A Key to the North American Psilocybin Mushroom. Youniverse Productions, 1970.
  8. Estrada, Alvero. Maria Sabina: Her Life & Chants. Ross-Erikson Inc., Santa Barbara, CA. 1981.
  9. Graves, Robert. Food for Centaurs, Doubleday & Co., N.Y., 1957.
  10. Lloyd, John Uri. Etidorpha. (1895), Amherst Press, 1985).
  11. McKenna, Terence and Dennis. The Invisible Landscape. Seabury Press, 1976.
  12. McKenna, Terence. True Hallucinations (talking book . Lux Natura, Berkeley, 1984.
  13. Miller, Orson K. Mushrooms of North America. E.P. Dutton & Co., New York, 1972.
  14. Munn, Henry. "The Mushrooms of Language" in Hallucinogens and Shamanism, ed. by Harner, Michael, Oxford Univ. Press, 1973.
  15. Neal, J.M.,R.G. Benedict,* L.R. Brady. "Interrelationship of Phosphate Nutrition, Nitrogen Metabolism, and Accumulation of Key Secondary Metabolates in Saprophytic Cultures of Psilocybe cubensis. Psilocybe cyanescens, and Panaeolus campanulatus." J. Pharmaceut. Sci. 57: 1661-1667 (1968).
  16. Pollock, Steven. "Psilocybin Mushroom Pandemic." J. Psyched. Drugs 7(1): 73-84 (1975).
  17. San Antonio, J.P. "A Laboratory Method to Obtain Fruit from Cased Grain Spawn of the Cultivated Mushroom, Agaricus bisporus." Mycologia 63: 16-21 (1971).
  18. Scagel, R.F., G.E. Rouse, JR. Stein, R.J. Bandoni, W.B. Schofield & T.M.C. Taylor. An Evolutionary Survey of the Plant Kingdom. Wadsworth Publishing Co., Belmont, CA, 1965.
  19. Schultes, R.E. & Albert Hofmann. The Botany and Chemistry of Hallucinogens. Charles C. Thomas, Springfield, IL, 1973.
  20. Singer, R. "Mycological Investigations on Teonanacatl, the Mexican Hallucinogenic Mushroom, Pt. 1," Mycologia 50: 239-261 (1958).
  21. Stamets, P., Psilocybe Mushrooms and Their Allies. Homestead Book Co., Seattle, WA. 1978.
  22. Stamets, P. & J.S. Chilton, The Mushroom Cultivator. Agarikon Press, Olympia, WA, 1983.
  23. Wasson, R.G. "Seeking the Magic Mushroom." Life magazine, May 13, 1957.
  24. Wasson, R.G., & V.P. Wasson. Mushrooms. Russia and History. Pantheon Books, New York, 1957 (out of print).
  25. Wasson, R.G., "The Divine Mushroom: Primitive Religion and Hallucinatory Agents." Proc. Am. Phil. Soc. 102(3). June 24, 1958.
  26. Wasson, R.G.,"The Hallucinogenic Mushrooms of Mexico: An Adventure in Ethnomycological Exploration." Tans. NY Acad. Sci., Ser. II, 21(4), February 1959.
  27. Wasson, R.G., & R. Heim. Les Champignons Hallucinogenes du Mexique: Etudes Enthologiques. Taxinomiques. Biologiques. Physiologiques el Chimiques. Museum National d'Historie Naturelle, Paris, 1959.
  28. Wasson, R.G., Soma: Divine Mushroom of Immortality. Harcourt, Brace, Jovanovich, 1968.
  29. Wasson, R.G., Maria Sabina and Her Mazatec Mushroom Velada. Harcourt, Brace, Jovanovich, New York, 1974.
  30. Wasson, R.G., C. Ruck & A. Hofmann, The Road to Eleusis. Harcourt, Brace, Jovanovich, New York, 1978.
  31. Wasson, R.G., The Wondrous Mushroom. McGraw-Hill, New York, 1980.

Słowniczek

bazydiokarp - struktura nośna podstawek lub "owocnik" Podstawczaków (Basidiomycete). Czasem zwana również karpofor.

bazydiospor - zarodnik utworzony egzogennie na podstawce, generalnie po kariogamii lub mejozie.

dikariotyczny - strzępka grzyba posiadająca dwa jądra na komórkę.

diploid - posiadający pojedynczy zestaw sparowanych chromosomów (dwukrotnie większą liczbę chromosomów niż w gametach); 2n. Por. haploid, posiadający tylko jeden pełny zestaw niesparowanych chromosomów; n.

filogeneza - ewolucyjny rozwój gatunku rośliny lub zwierzęcia.

gatunek - główny podział rodzaju lub podrodzaju; składa się z pokrewnych osobników, które przypominają się nawzajem i są w stanie rozmnażać się między sobą, ale zazwyczaj nie z innymi gatunkami.

genom - podstawowy zestaw chromosomów (n) wnoszony przez każdego z rodziców.

grzybnia - wegetatywne ciało pewnych złożonych grzybów, składające się ze skupiska strzępek.

heterotaliczny - u Podstawczaków (Basidiomycete), posiadający plechę separowalną w dwa lub więcej morfologicznie podobnych odmian płciowych, z koniugacją występującą tylko gdy sparują się zgodne typy parzenia.

indol - biały krystaliczny związek, C8H2N, posiadający tę samą heterocykliczną złączoną strukturę pierścieniową co aminokwas tryptofan. Struktura indolowa jest wbudowana w struktury wielu związków halucynogennych.

inokulacja - wszczepienie mikroorganizmów lub grzybni grzyba na podłoże kultury. Użyta do tego grzybnia jest nazywana inokulantem.

inokulacyjna eza - narzędzie stosowane do wykonania inokulacji, składające się z długiej rączki z odcinkiem drutu nierdzewnego lub platynowego przyczepionego na końcu i zazwyczaj wygiętego na czubku w pętlę.

kariogamia - zlanie dwóch jąder grzybni dikariotycznej. U Podstawczaków (Basidiomycete), kariogamia stanowi jedyny diploidowy (2n) etap w cyklu życia.

mejoza - redukcyjny podział komórki, w której liczba chromosomów jest redukowana ze stanu diploidalnego (2n) do haploidalnego (n). Mejoza wytwarza komórki płciowe lub gamety.

mililitr (skr. ml) - jednotysięczna część litra. 1 ml = 1 centymetr sześcienny objętości.

monokariotyczna - stan strzępki, w którym komórki zawierają pojedyncze jądro haploidalne; np., pierwotna grzybnia Podstawczaków (Basidiomycete).

pierścień - pozostałości częściowej zasnówki w kształcie pierścienia, które zwisają na trzonie.

plecha - niezróżnicowane ciało grzyba; masa grzybni.

podstawka - komórka, na której powstają zarodniki Podstawczaków (Basidiomycete).

przyrośnięte (o blaszkach) - przyrośnięte bezpośrednio do trzonu.

rodzaj - główny poddział rodziny lub podrodziny roślin lub zwierząt; zazwyczaj składa się z więcej niż jednego gatunku.

ryzoid - korzeniopodobne włókno składające się z wielu pasm strzępek.

somatogamia - raczej połączenie komórek somatycznych (cielesnych), niż zróżnicowanych komórek płciowych jak u Podstawczaków (Basidiomycete) nie obejmuje kariogamii.

strzępka - jedno z włókien rurkowych tworzących grzybnię.

tetrapolarny - stan odnoszący się do zgodności płciowej niektórych podstawczaków (Basidiomycete), w którym zaangażowane są dwa zestawy czynników (takich jak A,a & B,b).

tlenowy - wymagający tlenu do życia. Przeciwieństwo beztlenowego.

wykrojone (o blaszkach) - wycięte tylko przy trzonie.

zasnówka - zasnówka częściowa jest powłoką, która rozciąga się od nieotwartej krawędzi kapelusza grzyba do trzonu, i która pęka by utworzyć pierścień; zasnówka uniwersalna to tkanka otaczająca całego rozwijającego się grzyba, tracona zazwyczaj na wczesnym etapie rozwoju. Stropharia cubensis ma zasnówkę częściową i uniwersalną.

[ tłumaczenie: cjuchu ]



szukaj na psilosophy:  
 
Odsłon
od 08.10.2019



komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze

. .twój komentarz :

nick / ksywa :



komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze



PoradnikI ]   [ GatunkI ]   [ Honorowi psilodawcY ]   [ PsilosOpediuM ]   [ FaQ ]   [ ForuM ]   [ GalerY ]   [ TripograM ]   [ DarwiN ]   [ LinkI ]   [ EmaiL ]  

© psilosophy 2001-2021